人生长激素是一种单链、191-氨基酸、22-kDa蛋白，含有两个分子内二硫键(图1)。GH与PRL、绒毛膜促生长激素(CS、胎盘催乳素)和一种仅由胎盘分泌的22 kDa GH变体(GH-V)具有序列同源性，改变体与垂体GH有13个氨基酸的差异。编码这些蛋白的基因很可能是从一个共同的祖先基因进化而来，尽管位于不同的染色体上(PRL位于6号染色体，GH位于17号染色体)【J Clin Invest. 1988;82(1):270–275】。GH、PRL和胎盘催乳素基因有一个共同的结构组织，四个内含子分隔五个外显子。GH亚家族包含5个成员，基因位于17号染色体78千碱基(kb)区段；基因的5′至3′顺序是GH、一种CS假基因、CS-A、GH-V和CS-B。正常情况下，垂体产生的约75%的GH为成熟的22-kDa形式。第二个密码子的选择性剪接导致氨基酸32-46缺失，产生20-kDa形式，通常占垂体GH的5%-10%【J Clin Invest. 1988;82(1):270–275】。垂体GH的其余部分包括去酰胺化和N-乙酰化形式以及各种GH寡聚体。
生长激素脉冲性
GH分泌的脉冲模式特征反映了两种下丘脑调节肽GHRH和生长抑素的相互作用，并受其他假定的GH释放因子调节。生长抑素似乎对GH分泌脉冲的时间和幅度有主要影响，对GH合成的调节作用较小。体内GH的脉冲性分泌被认为是下丘脑生长抑素释放减少和同时GHRH释放增加的结果。相反，当生长抑素释放而GHRH活性减弱的情况下，GH分泌出现低谷。三维重建显微镜检查显示，GH脉冲响应GH促分泌素的协调分泌是由区域上由粘附体连接的GH细胞连续体产生的。
尚不完全了解GHRH和生长抑素相互分泌的调节。下丘脑通过分泌多种神经递质和神经肽，整合应激、睡眠、出血、空腹、低血糖和运动等信号，调节这些下丘脑因子的释放，最终影响GH的分泌。这种生理现象构成了许多用于评估GH分泌能力或储备的GH刺激试验的基础。GH的分泌还受到多种非肽类激素的影响，包括雄激素、雌激素、甲状腺素、糖皮质激素【Endocrinology. 1990;127(3):1362–1368；J Clin Endocrinol Metab. 1987;64(1):51–58；J Clin Endocrinol Metab. 1969;29(3):346–351；N Engl J Med. 1964;271:1375–1381；J Clin Invest. 1972;51(12):3193–3199】。这些激素调节GH分泌的机制可能涉及下丘脑和垂体的作用。例如，甲状腺功能减退和糖皮质激素过量均可使自发性和刺激性GH分泌减弱。性腺类固醇似乎造成了青春期生长激素分泌增加特征。
Ghrelin
能够刺激GH分泌的合成六肽被称为GH促分泌素。这些肽刺激GH释放并增强GH对GHRH的反应，尽管它们在下丘脑和垂体部位作用于与GHRH不同的受体。小岛康誉（Kojima）等鉴定了一种称为生长素释放肽（Ghrelin，胃Ghrelin）的天然配体，这是一种28个氨基酸的蛋白质，丝氨酸3残基n-辛酸化【Nature. 1999;402(6762):656–660】。它主要由胃(以及整个胃肠道【Endocrinology. 2000;141(11):4255–4261】)和下丘脑、心脏、肺和脂肪组织中的泌氧细胞产生。Ghrelin具有强效、剂量相关的GH释放效应并增强GHRH依赖性的GH分泌【Endocrinology. 2003;144(12):5372–5380】。在下丘脑水平，它增加GHRH分泌并抑制生长抑素神经元【Prog Mol Biol Transl Sci. 2016;138:3–25】。GH释放是由于生长素释放肽与垂体生长激素上的促分泌素1a受体(GHSR1a)和下丘脑含GHRH的神经元结合而产生的【Endocrinology. 2003;144(12):5372–5380；J Clin Endocrinol Metab. 2003;88(7):3450–3453】。生长素释放肽Ghrelin与GHSR1a受体结合导致多种信号级联激活，包括磷脂酶C (PLC)、蛋白激酶C (PKC)、PKA、113细胞内和细胞外Ca2+， 或促分裂原活化蛋白激酶。许多研究表明，Ghrelin具有广泛的作用，包括对免疫功能、认知、其他垂体前叶激素(包括性腺轴调节)、骨代谢、胃肠动力、细胞增殖、心血管系统等的作用【Prog Mol Biol Transl Sci. 2016;138:3–25；J Clin Endocrinol Metab. 2008;93(9):3633–3639；Clin Endocrinol (Oxf). 2009;70(6):920–923；J Clin Endocrinol Metab. 2000;85(12):4908–4911；Endocr Rev. 2004;25(3):426–457】。
然而，很难将Ghrelin的直接作用与生长激素分泌相关的作用分开。尽管记录了Ghrelin在体内的生理作用，但GHSR1a敲除小鼠的表型与野生型动物相似，表明Ghrelin在生长中没有（直接）作用。然而，补偿机制可能为这些发现提供了解释【Mol Cell Biol. 2003;23(22):7973–7981；Proc Natl Acad Sci U S A. 2004;101(13):4679–4684】。
最近，有研究记录了Ghrelin与出生后几个月内人体检测参数之间的正相关关系，这一发现加强了Ghrelin对生长有影响的假设【Clin Endocrinol (Oxf). 2006;65(2):158–162】。关于家族性身材矮小中GHSR1a突变的两份报告则提供了相反的证据【J Clin Invest. 2006;116(3):760–768；J Clin Endocrinol Metab. 2004;89(1):157–162】。进一步的研究表明，衰老过程可能与下丘脑中GHSRs的表达降低以及Ghrelin的系统浓度有关【J Endocrinol. 1998;157(1):99–106；J Endocrinol. 2006;188(2):333–344】。除对线性生长有直接影响外，已表明Ghrelin通过刺激食欲和影响外周葡萄糖和脂质代谢来增加能量储存【Diabetes. 2001;50(8):1714–1719；J Clin Endocrinol Metab. 2002;87(1):240–244；Nature. 2000;407(6806):908–913】。这些数据表明，Ghrelin是生长和代谢营养分配的重要刺激物，也是生长激素调节系统的核心组成部分。口服活性生长素释放肽（Ghrelin）类似物被认为是治疗GH缺乏症(GHD病)的治疗剂，因为与每日单次给予重组人GH相比，口服活性生长素释放肽（Ghrelin）类似物可提供一种更具生理学意义的方法来增加内源性GH的脉冲释放。然而，尚无明确证据表明生长素释放肽（Ghrelin）类似物在GHD状态治疗中的疗效。
垂体腺苷酸环化酶-激活多肽
垂体腺苷酸环化酶激活多肽(Pituitary adenylate cyclase–activating polypeptide，PACAP)是一种下丘脑肽，已被证明可有效地从培养的垂体细胞中释放GH。它属于激素超家族，该家族包括胰高血糖素、分泌素、胰高血糖素样肽1 (GLP1)、GLP2、GHRH、血管活性肠多肽(VIP)、肽组氨酸蛋氨酸(PHM)和葡萄糖依赖性促胰岛素多肽(GIP)。关于PACAP对GH释放作用的研究一直存在矛盾，一些研究报告刺激作用，而其他研究显示对GH释放没有影响【Ann N Y Acad Sci. 2009;1163:137–153】。PACAP增加生长激素瘤细胞系中cAMP的产生和GH的释放【Clin Endocrinol (Oxf). 1984;21(6):709–718】，涉及电压操作/门控Ca2+通道的激活和通过AC/PKA途径的信号传导【Ann N Y Acad Sci. 2009;1163:137–153】。然而，在人体中研究并未揭示静脉内给予PACAP后GH释放的诱导作用【Neuroendocrinology. 1996;64(3):242–246】。
PACAP可与多种G蛋白偶联受体结合，这些受体对PACAP或VIP的亲和力不同。PACAP 1型受体(PAC1R)对PACAP更具特异性，而VPAC1和VPAC2受体以相似的亲和力结合VIP和PACAP异构体。PAC1R选择性剪接的至少五种选择性剪接产物增加了进一步的复杂性，这些产物对PACAP异构体具有不同的亲和力，并诱导不同的信号通路。整个大脑和外周组织中均发现了PACAP受体(PAC1R)。特定PACAP受体(PAC1R)的基因敲除导致PAC1R空白小鼠在出生后的前4周内死亡率为60%，这体现出PACAP的重要性，但其他超家族成员可能会对其部分功能进行补偿。存活的敲除小鼠表现出葡萄糖刺激的胰岛素释放减少和葡萄糖耐受不良。该观察结果表明，PACAP在碳水化合物代谢中具有重要作用，可能通过GH发挥作用【Mol Cell Endocrinol. 2014;385(1-2):45–55；Int J Mol Sci. 2016;17(10)；J Clin Invest. 2000;105(9):1307–1315】。
生长激素合成和分泌也受胰岛素样生长因子(IGF)肽的调节。已在下丘脑和垂体中鉴定出对IGF1和IGF2特异性受体。已证明IGF1或IGF2或两者对GH分泌的抑制作用，在用合成IGF1治疗的患者中，自发性GH分泌减少【Mol Cell Biol. 2012;32(21):4258–4269；J Clin Endocrinol Metab. 1993;77(1): 273–280】。
人类生长激素分泌
垂体生长激素的脉冲释放导致GH血清水平间歇性升高，其间有一段GH最少分泌时间，为低水平或不可检测的水平【Am J Physiol. 1991;260(1 Pt 1):E101–E110；J Clin Endocrinol Metab. 1995;80(11): 3209–3222】。通过频繁采集血清并结合使用GH的灵敏免疫荧光测定法或化学发光测定法，已证明了GH分泌的脉冲性【J Clin Endocrinol Metab. 1995;80(11): 3209–3222】。GHRH主要负责产生和维持脉冲性 GH分泌【J Endocrinol. 2015;226(2):T123–T140】。
正常情况下，在两次脉冲分泌的间期血清GH水平低于0.04 mg/L。通过随机血清取样评估GH分泌是不切实际的。在不同年龄的正常人和许多异常情况下进行的广泛取样研究确定了GH脉冲、基础分泌和昼夜变异性。已经开发了计算机程序，以指示在不同的生命周期和不同的临床情况下，生长激素水平的变化是否是由于分泌质量或脉冲频率的变化、清除率的改变或这些过程的组合而发生的。反卷积技术（Deconvolution techniques）允许准确估计每次脉冲分泌的生长激素量、生长激素清除动力学、脉冲幅度和频率，以及内源性生长激素产生的总体计算。近似熵（Approximate entropy）是一种无模型度量，用于量化GH释放模式的有序程度。正在研究脉冲GH分泌的特定性质对其生物作用的影响【J Clin Endocrinol Metab. 1995;80(11): 3209–3222；Horm Res. 1993;40(1-3):37–47；J Clin Endo-crinol Metab. 2000;85(7):2385–2394】。例如，较好的生长状态似乎与不规则序列中相对均匀幅度的GH输出的较大摆动有关(高近似熵)【Growth Horm IGF Res. 1999;9(2):114–122】。在妊娠9-12周时已鉴定出GH分泌细胞，并且在妊娠7-9周时出现免疫反应性垂体GH。胎儿5周前其垂体细胞即可在体外分泌GH，这是在下丘脑-门静脉血管系统分化之前。PitT1 mRNA和Pit1蛋白在妊娠至少6周时表达；其在妊娠早期的大量存在表明在细胞分化和细胞增殖中的重要作用。GH可以在孕早期末在胎儿血清中鉴定出来，在妊娠中期峰值水平约为150mg/L。血清水平在妊娠后期下降，足月时低于早产儿，这可能反映妊娠后期特征性的IGF肽血清水平较高的反馈【Neuroendocrinology. 1996;63(4):349–355；J Endocrinol Invest. 1995;18(5):346–353】。
在儿童期和青春期早期，GH的平均水平从新生儿期的25-35 mg/L降至约5-7mg/L【J Clin Endocrinol Metab. 1992;74(2): 336–344】。青春期为24小时GH分泌高峰，这无疑导致了青春期特有的高血清IGF1水平。青春期中期-后期GH产量的增加是由脉冲振幅增强和每个分泌脉冲的GH质量增加引起的，而不是由脉冲频率的变化引起的(图2和3)。GH分泌的较大不规则性对应于较大的线性生长【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2000;279(2): E417–E424】。
面对稳定水平的生长激素结合蛋白(GHBP)，增强的青春期GH产生似乎与较高水平的“游离”GH有关(图4)，可能有助于将IGF1递送至靶组织【J Endocrinol Invest. 1994;17(1):67–81】。GH-IGF轴活性的增强会导致青春期出现胰岛素抵抗【J Clin Endocrinol Metab. 2002;87(10): 4817–4820】。青春期后期，GH和IGF的生成量开始下降，并在成年后继续下降。正常年轻成年男性每24小时经历6-10次GH分泌脉冲，该值与在较年幼的儿童和青少年中观察到的值相似。另一方面，正常男性的24小时GH产生率在0.25-0.52 mg/m2表面积的范围内，约为青春期水平的20%至30%；这在很大程度上是由于GH脉冲幅度随年龄的增加而降低【J Clin Endocrinol Metab. 1992;74(2): 336–344】。实际上，青春期可以被认为是“生理性肢端肥大症”的一个时期，这是有一定道理的，而随着GH分泌的减少，曾被称为生长激素停滞 （somatopause，就如同menopause）【J Clin Invest. 1981;67(5):1361–1369】。
除成熟和衰老外，影响GH分泌的生理状态包括睡眠【J Clin Endocri-nol Metab. 1992;74(6):1451–1459】、营养状况【J Clin Endocrinol Metab. 1991;72(1):51–59】，禁食、运动、应激、和性腺类固醇。GH分泌最大值出现在夜间，尤其是在第一个慢波睡眠期(III期和IV期)开始时。另一方面，快速动眼期(REM)睡眠与GH分泌低有关【J Clin Endocri-nol Metab. 1992;74(6):1451–1459.】。生长抑素分泌的昼夜节律(其上叠加有GHRH释放的间歇性脉冲)可能有助于解释GH产生的夜间增加【J Clin Endocrinol Metab. 1995;80(11):3321–3326】。
当对青春期延迟的男孩给予睾酮时，自发的GH释放增强，但这种变化不能通过给予不可芳香化的雄激素而复制，强调了雌激素在GH分泌中可能的独特重要性【J Clin Endocrinol Metab. 1997;82(10):3414–3420】。睾酮对血清IGF1水平的影响可能部分独立于GH，因为在青春期期间具有GH受体(GHR)突变的个体仍然经历血清IGF1的轻度升高【Endocr Rev. 1994;15(3):369–390】。使用解卷积分析、近似熵， 和余弦回归分析，Veldhuis等仔细评估了从两种性别的青春期前和青春期儿童的敏感GH测定中获得的强化GH采样数据【J Clin Endocrinol Metab. 1997;82(10):3414–3420】。除由GH脉冲幅度和持续时间共同增加引起的分泌性爆发量外，他们发现性激素选择性地影响GH神经分泌控制的各个方面:雌激素增加基础GH分泌率和GH释放模式的不规则性，而睾酮刺激更大的GH分泌性爆发量和更大的IGF1浓度。
肥胖的特征是GH生成减少，反映为GH分泌脉冲次数减少和半衰期缩短【Mol Endocrinol. 2001;15(2): 308–318】。儿童和青少年肥胖的特征是GH生成减少，IGF正常，GHBP水平升高，且常表现为线性生长增加【J Lab Clin Med. 1990;116(3):408–419.】。与肥胖相关的高胰岛素血症导致IGF结合蛋白1 (IGFBP1)水平降低，并可能导致“游离”IGF1水平升高。肥胖受试者激发试验期间内源性GH分泌和水平可达到接近GHD的诊断范围。禁食增加GH分泌脉冲的数量和幅度，推测反映生长抑素分泌减少和GHRH释放增加，同时降低GHBP浓度。对营养改变和胰岛素水平变化作出反应的IGFBPs水平的快速变化，可能改变IGF1对其负反馈和效应位点的作用。体重也影响正常青春期前和青春期儿童和成人的GH产生【Nature. 1972;235(5333):107；J Biol Chem. 2003;278(29): 27301–27311】。
生长激素的外周调节剂
糖皮质激素
相互矛盾的研究表明，糖皮质激素(GCs)能够刺激或抑制GH分泌，这取决于具体条件【Nat Rev Endocrinol. 2013;9(5): 265–276；Clin Endocrinol (Oxf). 1999;51(4): 409–414】。在短期(1小时)培养期间，由于SST分泌增加，GCs抑制了GHRH刺激的GH分泌【J Clin Endocrinol Metab. 1990;71(3):580–584；Clin Endocrinol (Oxf). 1987;27(6):669–673】、在正常人受试者中用地塞米松治疗3小时后，GH释放受到刺激，随后在12小时后出现抑制【J Clin Endocrinol Metab. 1990;70(1):234–237；Neuroendocrinology. 1990;51(1):51–58】。在用泼尼松治疗4天后，GHRH刺激的GH分泌减弱
甲状腺激素
几项研究表明，人类甲状腺激素(TH)水平的升高会抑制GH的释放，这可能是由于SST张力的增加，也可能是由于降低GHRH释放的直接效应【Endocr Rev. 1998;19(6):717–797；Eur J Endocrinol. 1995;133(6):646–653】。同时还有表明，TH会抑制生长激素(hGH)基因的表达和生长激素在生长激素细胞培养物中的分泌。在过量表达人GH基因的转基因(171hGH/CS-TG)小鼠中，T3治疗还会降低hGH RNA水平，而对GH蛋白没有影响【Mol Cell Endocrinol. 2011;345(1-2):48–57】。
胰岛素和IGF1
研究显示，IGF1和IGFBP3对人志愿者自发的24小时GH分泌有阳性影响。IGF1对下丘脑和垂体有负反馈作用，可调节GH分泌。低剂量的重组IGF1输注导致对禁食刺激的GH分泌的反应迟钝，并且以生理剂量给药降低GH对GHRH的反应，而不改变自发的GH水平。此外，游离而非总IGF1水平可能是GH分泌的主要介质；然而，单剂量重组IGF1不影响基础或脉冲GH释放【J Clin Endocrinol Metab. 1999;84(1):285–290；Diabetes. 2005;54(1):175–181】。
同样，胰岛素会降低GH对GHRH的GH反应【J Clin Endocrinol Metab. 1997;82(7):2239–2243】，与肥胖相关的胰岛素升高被认为会降低GH水平【J Clin Endocrinol Metab. 2011;96(3): 824–830】。IGF1和胰岛素对生长激素有直接影响，会降低GH mRNA水平和GH分泌。生长激素受IGF1通过PI3K、mTORC1和MEK途径介导的信号和胰岛素通过PI3K信号通路介导的信号抑制【Am J Physiol Endocrinol Metab. 2006;291(2):E395–E403；Endocrinology. 2013;154(7):2410–2420；J Clin Invest. 1986;78(4):1008–1014】。在基因工程小鼠品系中从生长激素中缺失IGF1受体，会导致体重和长度正常的小鼠出现
游离脂肪酸
游离脂肪酸(FFA)通过抑制GHRH和/或刺激SST分泌来抑制GHRH刺激的GH分泌，或对生长激素有直接影响。
脂肪因子
脂肪因子(瘦素、脂联素和抵抗素)是从脂肪组织中释放的细胞因子蛋白家族的成员。尽管有研究报告瘦素或脂联素对生长激素的影响，但确切的相关性尚不清楚。脂联素与GH脉冲分泌有关；然而，这是直接还是间接的影响尚不清楚【Growth Horm IGF Res. 2011;21(3):155–159】。研究还表明，脂联素会减少GHRH刺激的、但不是ghrelin刺激的GH释放。瘦素和抵抗素均可增加GH分泌。脂肪因子均利用AC/PKA信号通路；瘦素还通过细胞内/细胞外钙和PLC/PKC发出信号，脂联素通过细胞内/细胞外钙发出信号，抵抗素通过mTOR途径发出信号【Sci Rep. 2017;7:43537】。
雌激素
雌激素受体在体细胞中表达，在男性中，雌二醇治疗降低IGF1，升高了基础GH浓度。在绝经后女性中，雌激素治疗增加GH分泌，降低IGF1水平。这些效应可能由IGF1的负反馈效应直接或间接介导。在啮齿动物中，雌激素受体α的缺失导致GH mRNA的表达和分泌减少。雌激素受体α和β均刺激垂体GH基因的表达【Mol Endocrinol. 2014;28(1):40–52】。
生长激素受体和生长激素结合蛋白
人GHR基因位于染色体5p13.1- p12，跨度超过87kb.211 GHR基因(GHR)包含10个外显子:外显子1包含5’非翻译区；外显子2-10编码GHR的三个结构域——细胞外配体结合结构域、单个跨膜结构域和用于信号转导的细胞质结构域。GHR表达水平最高的是肝脏，其次是肌肉、脂肪、肾脏和心脏。受体长度为638个氨基酸，糖基化前预测分子量为70 kDa。在人类中发现了两种GHR亚型——全长型和外显子3 (GHRd3)缺失型，但受体胞外结构域的22个氨基酸片段缺失。大约33%的普通人群中存在GHRd3等位基因。一些研究调查GHRd3等位基因在特定疾病状态下对生长和GH反应性的临床意义【Endocr Rev. 1991;12(3):235–251；J Biol Chem. 2000;275(25):18664–18669】。
GH必须与GHR的同型二聚体复合物结合才能激活其细胞内信号通路(图5)。GHR亚基的二聚化是发生在GH结合之前还是之后是一个有争议的问题。最初认为二聚化仅在GH结合后发生；GH将与第一个亚单位结合，之后GH-GHR复合物将在膜内扩散，直到与第二个亚单位接触，导致受体活化。然而，在活细胞中显示，GHR亚单位在非活性(如，未结合)状态。两个亚单位的胞外结构域上的GH结合位点不对称放置。因此，一旦GH与两个亚单位结合，就会诱导二聚体的两个亚单位发生旋转，该旋转通过跨膜区传递到细胞内区，从而通过转磷酸化激活下游激酶。
与受体结合后，GH刺激Janus激酶2 (JAK2)磷酸化，这是一种与GHR相关的酪氨酸激酶(见图5)。在募集或激活时，JAK2分子导致GHR细胞内部分的关键酪氨酸磷酸化，一种转磷酸化。GHR上磷酸化的酪氨酸为关键中间体STAT(信号转导子和转录激活子)蛋白提供对接位点。STAT蛋白通过其Src同源性2 (SH2)结构域与配体激活受体(如GHR受体)上的磷酸化酪氨酸对接。对接后，磷酸化发生在蛋白质羧基末端(C末端)的单个酪氨酸上。然后STATs与GHR解离，二聚化，转位至细胞核，并通过其DNA结合结构域与DNA结合，以调节基因转录。有七种已知的哺乳动物STATs其中，STAT5B似乎最关键地参与介导GHR的促生长作用。GHR信号还导致细胞外调节激酶1 (ERK1)和ERK2的激活，以增加转录【J Clin Endocrinol Metab. 2004;89(3):1068–1075】。
GHR激活如何促进ERK1/2激活是一个有争议的问题。已模拟JAK2非依赖性但Src依赖性磷酸化，阐明JAK2非依赖性但Src非依赖性机制【J Biol Chem. 2003;278(29): 27301–27311；Mol Endocrinol. 2008;22(8):1825–1841】。在不同细胞系中进行了实验，因此GHR激活ERK1/2的机制可能在不同细胞中不同。尚不清楚这些途径在生长激素刺激生长中起什么作用。GHBP延长了生长激素的半衰期，可能是通过削弱肾小球过滤，并调节其与GHR的结合。高特异性、高亲和力结合GH，但容量低；只有约45%的循环GH是结合的。GHBP来自受体胞外域的蛋白水解裂解。GHBP水平反映GHR水平和活动；也就是说，其低水平与GH不敏感状态相关。GHBP水平在生命早期较低，在儿童期升高，在青春期和成年期处于稳定状态。营养不良、糖尿病、甲状腺功能减退、慢性肝病和GHR的遗传异常与GHBP水平低相关，而肥胖、再喂养、早孕和雌激素治疗与GHBP水平升高相关。总体而言，GHBP水平反映GHR水平和活性。由于GHR细胞外结构域缺陷导致的GH不敏感患者的GHBP水平较低，因此GHBP水平可用于识别这些个体。因非受体异常、GHR胞内结构域缺陷或受体不能二聚化而导致GH不敏感的患者，其GHBP水平可能正常【J Endocrinol Invest. 1994;17(1):67–81；Endocr Rev. 1994;15(3):369–390】。
GHR信号会立即影响许多基因的转录(<刺激后3小时)，并在更长的刺激时间内影响其他基因的转录。在GH缺陷大鼠中进行急性GH刺激后，GH立即诱导的肝基因包括信号转导子(STAT3、gp130、p38)、DNA修复蛋白、受体蛋白酶以及代谢调节因子如Igf1、Igfbp3和Mct1。GHR信号涉及碳水化合物、脂肪和类固醇代谢相关基因表达的调节。对缺乏GHR或GHR信号下游成分的小鼠的研究揭示GH在正常生理学中的作用。与对照组相比，Ghr/小鼠出生时体型正常，但出生后生长减弱，体重约为正常体重的一半，身长约为正常体重的三分之二。Ghr/小鼠还表现出青春期成熟延迟、寿命延长和胰岛素敏感性增加。Ghr仅在肝脏中缺失的小鼠IGF1水平低，GH水平高。这些小鼠表现出正常生长，但其骨密度显著低于对照组。它们还表现出伴有胰岛素抵抗的肝脂肪变性和升高的血清游离脂肪酸水平，表明过度GHR信号传导的代谢功能，与血清IGF1信号传导无关【J Biol Chem. 2009;284(30):19937–19944】。
小鼠中Jak2的缺失具有胚胎致死性，与Stat3的缺失一样。Stat1或Stat5a缺失不影响体型大小。然而，Stat5b的缺失导致雄性小鼠(而非雌性小鼠)体型较小。Stat5a/b−/−小鼠比Stat5b−/−小鼠小。与单独敲除任一基因的小鼠相比，组合的Igf1和Ghr小鼠的出生后生长衰减更严重，表明GH和Igf1通过共同和独立的功能促进生长。血清IGF1水平极低的肝特异性IGF1敲除小鼠具有正常的线性生长，表明GH或旁分泌产生的IGF非依赖性作用以及IGF1或两者的作用【Cell. 1998;93(3):397–409】。
胰岛素样生长因子
历史背景
IGF(生长激素)是一个肽家族，部分依赖于GH，并介导GH的许多合成代谢和促有丝分裂作用。它们最初是在1957年通过刺激[35S]-硫酸盐掺入大鼠软骨的能力鉴定的，并被称为硫酸盐化因子（sulfation factors）【J Lab Clin Med. 1990;116(3):408–419】。1972年，该术语被生长激素调节素（somatomedin）取代【Nature. 1972;235(5333):107】，从人血清中纯化生长激素调节素（somatomedin）产生了碱性肽(生长激素调节素C)和中性肽(生长激素调节素A)【Adv Metab Disord. 1975;8:19–46】。1978年，Rinderknecht和Humbel从人血浆中分离出两种活性生长激素调节素，并在证明其结构与胰岛素原惊人相似后，重命名为胰岛素样生长因子（IGFs）【J Biol Chem. 1978;253(8):2769–2776】。
IGF基因和蛋白质结构
人类循环中有两种IGF:IGF1和IGF2。IGF1是70个氨基酸的碱性肽，IGF2是67个氨基酸的肽。这两种肽共有73个可能的氨基酸位置中的45个，与胰岛素的氨基酸同源性为50%。与胰岛素一样，两种IGF都有通过二硫键连接的A和B链。连接C肽区的IGF1氨基酸为12，IGF2氨基酸为8，与胰岛素原C肽区无同源性。胰岛素的结构相似性解释了IGF与胰岛素受体结合的能力以及胰岛素与I型IGF受体(由IGF1R编码)结合的能力。另一方面，结构差异可能解释了胰岛素无法以高亲和力与IGFBPs结合的原因。
胰岛素样生长因子1
基因调控
人IGF1基因(IGF1)位于12号染色体长臂上，至少包含6个外显子(图6)。外显子1和2编码替代的信号肽，每个都含有几个转录起始位点；也就是说，多个现有的IGF1转录物由外显子1或外显子2组成。以组织特异性方式调控的两种不同启动子控制外显子1或2的使用。外显子3和4编码剩余的信号肽、成熟IGF1分子的剩余部分和部分拖尾肽(E肽)。外显子5和6编码交替使用的拖尾肽片段和具有多个不同聚腺苷酸化位点的3’非翻译序列。因此，存在多种mRNA物种，可对IGF1基因表达进行组织特异性、发育性和激素调节。GH是Igf1转录的主要调节因子，导致Igf1 mRNA的水平升高20倍。GH诱导的Igf1 mRNA表达程度可能存在组织间差异。
雌激素还调节IGF1转录，因为对Ghr−/−小鼠给药可刺激肝Igf1合成和生长。性激素类固醇对IGF1转录的影响在人类IGF1水平青春期升高中起作用(后有讨论)。参与IGF基因表达调控的机制包括多个启动子的存在、每个启动子内的异质转录起始、不同外显子的交替剪接、差异RNA聚腺苷酸化和mRNA的可变稳定性。转录因子STAT5B是GH诱导的IGF1转录激活的最关键介质，如前所述。两个相邻的STAT5B结合位点存在于大鼠Igf1基因的第二个内含子中，位于GH治疗后染色质结构发生急性变化的区域内。
一旦翻译，前IGF1原需要加工形成成熟的IGF1肽(图7)。枯草杆菌蛋白酶相关前蛋白转化酶家族(SPC/ subtilisin-related proprotein convertase family)的蛋白酶切割IGF1原。
血清水平
在人胎血清中，IGF1水平相对较低，与胎龄呈正相关。237据报告，胎髓血清IGF1水平与出生体重之间存在相关性，但这种关系存在争议。新生儿血清中的IGF1水平通常为成人水平的30%至50%，并在儿童期升高。在青春期，IGF1水平上升至成人范围的2-3倍。青春期激素水平与Tanner期或骨龄的相关性优于与时间年龄的相关性【J Clin Endocrinol Metab. 2014;99(5):1712–1721】。青春期性腺类固醇的增加可能通过促进GH分泌的增加间接刺激IGF1的产生，并通过增加肝脏合成和IGF1的分泌直接刺激。性腺发育不良的女孩未表现出青春期血清IGF1升高，这提供了青春期IGF1升高与性腺类固醇生成相关的证据。作为进一步的证据，GHR突变导致的GH不敏感患者在青春期表现出IGF1中度升高，但GH水平下降。20至30岁后，血清IGF1水平逐渐并逐步下降，这种下降与负氮平衡、肌肉质量减少和衰老的骨质疏松症有关【J Clin Endocrinol Metab. 1985;60(6):1087–1092；N Engl J Med. 1990;323(1):1–6】。
胰岛素样生长因子2
基因调控
IGF2 (IGF2)基因位于11号染色体短臂上，与胰岛素基因相邻，含9个外显子(图8)。外显子1-6编码5’非翻译RNA，外显子7编码信号肽和大部分成熟蛋白，外显子8编码蛋白C端部分。与IGF1一样，存在多种mRNA物种以允许发育和激素调节表达。IGF2 mRNA早在小鼠胚泡期就已检测到，在胎儿期表达较高【Genes Dev. 1992;6(6): 939–952】。胎儿组织通常具有较高的IGF2 mRNA水平，出生后会下降。
IGF2是印记的-也就是说，只有一个等位基因是活跃的，取决于父母的起源。就IGF2而言，只有父系表达的等位基因是活跃的。大多数印迹基因与相互印迹基因成簇出现，IGF2也不例外。非编码基因H19位于IGF2下游，且印迹相反，这意味着只有母体等位基因表达，而父系等位基因无活性。IGF2和H19的启动子共享一组对任一基因起作用的增强子。在父系等位基因上，H19启动子区被甲基化，因此失活(所谓的表观遗传表达调控)【Genes Dev. 1998;12(23):3693–3702】。IGF2启动子不包含可以甲基化的区域。相反，H19和IGF2启动子区的上游是所谓的差异甲基化区(DMR/ differentially methylated region)。当其被甲基化时，CCCTC结合因子(CTCF)的结合被阻止，从而允许增强子作用于IGF2启动子以激活转录【Nature. 2000;405(6785):482–485】。在母体染色体上，DMR没有甲基化，使CTCF结合并阻止转录(图9)【Trends Genet. 2001;17(9):520–527】。
IGF2是单等位基因表达的事实强调基因剂量对正常生理和发育的重要性。IGF2印迹的丢失可导致组成型表达的IGF2 mRNA和过量的IGF2。IGF2 mRNA在许多间充质和胚胎肿瘤中组成型表达，包括Wilms瘤、横纹肌肉瘤、神经母细胞瘤、嗜铬细胞瘤、肝母细胞瘤、平滑肌瘤、平滑肌肉瘤、脂肪肉瘤和结肠癌【Nature. 1985;317(6034):258–260】。印记丢失导致双等位基因表达发生在Beckwith- Wiedemann综合征(BWS)中，其特征为胎儿和新生儿过度生长以及儿童期癌症风险增加【Nature. 1993;362(6422):747–749】。BWS中印迹的丧失是由于影响染色体11的包含IGF2，甲基化缺陷的区域中的印迹的突变引起的【Nat Rev Endocrinol. 2018;14(4):229–249】，所述甲基化缺陷引起该区域的超甲基化或所表达的父系等位基因的复制，导致IGF2表达的增加，或父系单亲性二体(即，仅遗传父系表达性等位基因)。
血清水平
IGF2的人类新生儿水平通常为成人水平的50%。到1岁时，达到成人水平，即使到了第60-80岁，也几乎没有下降。
胰岛素样生长因子受体
IGF受体有两种类型，I型II型(图10)。这些受体的结构特征提供了这两种形式之间差异的文件【Growth Regul. 1993;3(2):113–12】。I型IGF受体与胰岛素受体密切相关；两者都是包含两个跨膜α亚基和两个细胞内β亚基的异四聚体。α亚基包含IGF1的结合位点，并通过二硫键连接。β-亚基包含一个跨膜区、一个三磷酸腺苷(ATP)结合位点和一个酪氨酸激酶结构域，这些构成了推测的受体信号转导机制。
虽然I型IGF受体通常被称为IGF1受体，但该受体以高亲和力结合IGF1和IGF2，并且两种IGF肽都可以通过结合I型受体激活酪氨酸激酶。I型IGF受体对胰岛素的亲和力通常低100倍，这解释了胰岛素促有丝分裂作用相对较弱的原因。
成熟的IGF受体肽有1337个氨基酸，预测分子量为151，869 kDa(图11). 翻译的αβ异二聚体在707-710位的Arg-Lys-Arg-Arg序列上被切割。释放的α亚基和β亚基通过二硫键连接，形成成熟的(αβ)2受体，其中两条α链通过二级二硫键连接。α-亚基为细胞外亚基，含有对IGF结合至关重要的富含半胱氨酸的结构域。β-亚基有一个短的胞外结构域、一个疏水的跨膜结构域和一个带有ATP结合位点的胞内酪氨酸激酶结构域。I型IGF受体(IGF1R)的基因跨度超过100 kb的基因组DNA，有21个外显子；基因组组织类似于胰岛素受体基因【J Biol Chem. 1992;267(15):10759–10763】。外显子1-3编码参与配体结合的α亚单位的5′非翻译区和半胱氨酸结构域。其余的α亚基由外显子4-10编码。外显子11编码参与α亚基和β亚基生成的肽切割位点，外显子16-20编码β亚基的酪氨酸激酶结构域。正是在后一个区域，IGF1R和胰岛素受体基因具有最大的序列同源性，在80%-95%之间。
除肝脏外，几乎在所有组织中均发现IGF1R mRNA。mRNA在胚胎组织中最丰富，并且似乎随着年龄的增长而减少。IGF1R在着床后广泛表达，与该受体对正常胎儿生长至关重要的观察结果一致。与其他生长因子受体酪氨酸激酶一样，配体结合(IGF1或IGF2)会诱导I型IGF受体中关键酪氨酸残基的受体自磷酸化。具体而言，配体与α-亚基的结合会导致β-亚基的酪氨酸激酶结构域的激活。自磷酸化似乎是通过相反β-亚基上的位点的转磷酸化发生的。酪氨酸激酶结构域(Tyr 950)近端的酪氨酸是一个基序的一部分，该基序缺失时会减少受体自磷酸化，影响受体内化，并抑制受体后信号传导；衔接蛋白Shc和胰岛素受体底物1 (IRS1)与该结构域结合。
IGF-I型受体胞质区域的自磷酸化和激活促进几种对接蛋白的募集或激活，其中每一种都激活了不同的信号通路，并有一些重叠(图12)。
停靠在激活的IGF-I型受体上的蛋白质包括IRS家族成员、Shc、PI3激酶p85亚单位、酪氨酸磷酸酶PTP1D和mGRB10。在这些对接蛋白中，涉及IRS和Shc的途径最具特征性。IRS1是一种185-kDa蛋白，磷酸化后含有特定的磷酸酪氨酸基序，可与含有Src同源性2结构域的蛋白结合，如PI3激酶的p85亚单位、生长因子受体结合蛋白2 (Grb2)、Syp(一种磷酸酪氨酸磷酸酶)和Nck(一种致癌蛋白)。Shc和Grb2的激活会导致Ras、Raf、MAP激酶和S6激酶途径的激活【Endocr Rev. 1995;16(2):143–163】。PI3激酶p85亚单位的结合会导致PI3激酶p110亚单位的激活。然后，该过程激活包括Akt在内的下游磷脂信号转导通路。Akt的激活会导致对多种细胞过程的调节，包括细胞凋亡、葡萄糖转运和代谢、蛋白质合成、有丝分裂和分化。磷酸化的Shc是Grb2的SH2结构域的对接位点。Grb2然后与SOS结合，SOS是一种鸟嘌呤核苷酸交换因子，可将无活性的二磷酸鸟苷(GDP)转化为三磷酸鸟苷(GTP)【Endocr Rev. 1995;16(2):143–163】。
然后，与GTP结合的Ras招募Raf，Raf随后激活MAP激酶和丝裂原及细胞外信号相关激酶(MEK) 1和2。这些蛋白的激活最终会调节基因转录。鉴于胰岛素和IGF肽通过其自身的特异性受体激活类似的信号通路，尚不清楚细胞如何区分这些重叠的配体。这些结果是否仅仅反映受体的相对水平，以及胰岛素和IGF作用是否存在不同的下游途径，仍是未来研究的问题。IGF受体的α亚基和β亚基可与胰岛素受体的α亚基和β亚基形成异二聚体，形成杂合受体(见图25)。已在大多数组织中发现大量的杂合受体。杂合受体可以结合IGF1或胰岛素，但IGF1可能以更高的亲和力结合。无论配体结合与否，都会发生胰岛素或IGF1受体β-亚基的自磷酸化【Endocr Rev. 2009;30(6):586–623】。由于迄今为止的研究是在体外进行的，因此尚不清楚这些杂合受体的生理意义。
II型IGF受体与胰岛素受体或I型IGF受体均无结构同源性(见图10)。该受体不含固有酪氨酸激酶结构域或任何其他公认的信号转导机制。II型IGF受体与阳离子非依赖性甘露糖-6-磷酸(M6P)受体相同，后者是一种参与酸水解酶和其他甘露糖基化蛋白的细胞内溶酶体靶向的蛋白【Science. 1988;239(4844):1134–1137】。这种常见的受体通常被称为IGF2/ M6P受体。IGF2/M6P受体(IGF2R)基因位于6号染色体长臂上。外显子1-46编码受体的细胞外区域，每个区域包含15个重复序列，147个残基。外显子47和48编码23-残基跨膜结构域和仅由164个残基组成的小胞质结构域【Horm Metab Res. 1999;31(2-3):242–246】。与IGF2不同，人类的基因表达是双等位基因的。与IGF2相同的是，IGF2R表达在胎儿发育早期最高，出生后下降。IGF2/M6P受体在非还原条件下的表观分子量为220，000，还原后为250，000，表明它是一种单体蛋白。15个重复序列含有半胱氨酸，形成受体折叠所需的分子内二硫键。重复11结合IGF2，而重复3、5和9结合M6P。由于受体折叠，IGF2结合位点似乎与M6P结合位点相反【Horm Metab Res. 1999;31(2-3):242–246；Gene. 1994;142(2):311–312；J Biol Chem. 1999;274(52):36905–36911】。
IGF2/M6P受体结合多种含M6P的蛋白质，包括溶酶体酶、转化生长因子-β(TGF-β)、和白血病抑制因子(LIF)。IGF2/M6P受体仅以高亲和力结合IGF2，IGF1以较低亲和力结合该受体，胰岛素根本不结合。该受体参与反式高尔基体网络和细胞外空间之间的溶酶体酶转运，调节细胞外IGF2和LIF水平，并在TGFβ活化中发挥作用(由El-shevy等综述【Vitam Horm. 2009;80:667–697】)。II型IGF受体为空的小鼠有巨大儿和胎儿死亡，提示在IGF2退化中起作用【Genes Dev. 1994;8(24):2953–2963】。
IGF2的促有丝分裂和代谢作用是通过I型IGF受体介导的，因为针对I型IGF受体上的IGF1结合位点的单克隆抗体会抑制IGF1和IGF2刺激胸苷掺入和细胞复制的能力。阻断IGF2与IGF2/M6P受体结合的多克隆抗体不会阻断IGF2作用。
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