概要：
衰老的特点为生理完整性（physiological integrity） 的渐进性丧失，进而导致功能损伤和死亡风险增加。这种衰退是人类主要疾病（如恶性肿瘤、糖尿病、心血管疾病、神经退行性疾病等）的首要危险因素。近年来，衰老研究取得了前所未有的进展，特别是发现，通过进化保守的遗传途径和生化过程，可以在一定程度上控制衰老的速度。本篇综述试图将不同生物体（特别是哺乳动物）的衰老归纳为九项共性特征。这九项特征为：基因组失稳（genomic instability）、端粒损耗（telomere attrition）、表观遗传学改变（epigenetic alterations）、蛋白质稳态丧失（loss of proteostasis）、营养素感应失调（deregulated nutrient sensing）、线粒体功能障碍（mitochondrial dysfunction）、细胞衰老（cellular senescence）、干细胞耗竭（stem cell exhaustion）和胞间通讯改变（altered intercellular communication）。目前面临的重要问题是，揭示上述特征之间的关联性以及各自对衰老的相对贡献度，最终目标是确定药物干预的靶点，以改善人类衰老进程中的健康水平并最大程度地避免副作用。
引言：
广义的衰老是指大多数生物体均可发生的增龄性（time-dependent）功能下降。在整个人类历史进程中，衰老现象总会激起人们的好奇和联想。而衰老研究新纪元的开启，则始于30年前对秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans，C. elegans）首个长寿品系的分离（Klass, 1983）。如今，基于对生命和疾病的分子和细胞基础的全面认识，衰老现象正经受严格的科学审查。近数十年来，衰老研究与肿瘤研究在很多方面相伴而行。2000年，一篇里程碑式的文献归纳了肿瘤的六项特征（Hanahan and Weinberg, 2000），肿瘤研究领域由此获得了强劲的动力，而近期文献已将其扩展为十项特征（Hanahan and Weinberg, 2011）。通过上述归纳，肿瘤的本质及其深层机制得以概念化地展现。
大致看来，肿瘤和衰老似乎是两个相反的过程：肿瘤是细胞适应性（cellular fitness）畸形发展的结果，而衰老则以细胞适应性的丧失为特征。但深入来看，肿瘤和衰老具有某些共同的根源。普遍认为，细胞损伤的增龄性累积是衰老的总原因（Gems and Partridge, 2013; Kirkwood, 2005;Vijg and Campisi, 2008）。伴随于此，细胞损伤又为特定细胞发生癌变提供有利条件，并最终导致肿瘤的发生。因此，肿瘤和衰老可被看作是同一基础过程（即细胞损伤的累积）的不同表现。另外，诸如动脉粥样硬化、炎症等衰老相关病变，还涉及到细胞失控性过度生长或功能活跃（Blagosklonny, 2008）。基于上述概念框架（conceptual framework），在衰老领域应重视以下重要问题：①致衰老损伤的生理性来源；②试图重建稳态的代偿性反应；③不同损伤和代偿反应之间的相互作用；④通过外源性干预延缓衰老的可能性。
接下来，本文试图对衰老的细胞和分子特征予以确认和归类。本文提出的九项特征已公认能够促进衰老的发展，并可共同决定衰老的表型（图1）。考虑到衰老特征的复杂性，本文重点关注针对哺乳动物衰老的最新认识，同时也会对低等模式生物的相关研究有所提及（Gems and Partridge, 2013; Kenyon, 2010）。各项衰老特征应严格符合以下标准：①其应体现于正常衰老过程中；②通过实验对其增强后应能加速衰老；③通过实验对其削弱后应能够延缓正常衰老进程并由此增加健康寿命。对照上述这套严格的标准，本文提出的九项特征均有不同程度的符合，具体情况将在下文讨论。这套标准的最后一条是最难实现的，即使是将其局限于衰老的某一方面亦是如此。因此，九项特征不会均满足“通过干预成功延缓衰老”这一条件。其实，这套标准是既严格又宽泛的，因为上述各项衰老特征之间存在广泛的关联性，这意味着通过实验削弱某一特征，可能会影响到另一特征。
一，基因组失稳 genomic instability
衰老的一个共同点是生命历程中基因损伤的累积（Moskalev et al., 2012）（图2A）。并且，多种早老性疾病［如沃纳综合征（Wernersyndrome）、布卢姆综合征（Bloom syndrome）］均由DNA损伤过度累积所致（Burtner and Kennedy, 2010）；不过上述疾病及其他早老综合征与正常衰老之间的相关性并未完全阐明，部分原因在于这些疾病仅能概括衰老的某些方面。外源性因素（如物理、化学和生物因子）和内源性因素［如DNA复制错误、自发性水解反应、活性氧（ROS）］均可破坏DNA的完整性和稳定性（Hoeijmakers, 2009）。上述外源性或内源性破坏造成的基因损伤类型各异，包括点突变、基因易位、染色体获得或缺失、端粒缩短和基因断裂等，可由各种病毒或转位子（transposons）的共同作用所导致。为尽可能减少上述损伤，机体的DNA修复机制进化形成一个复杂网络，能够协同对抗针对细胞核DNA的大多数破坏（Lord and Ashworth, 2012）。基因组稳定系统还包括某些特殊机制，能够使端粒保持适当长度和功能（端粒与衰老另一特征有关，讨论见下文），以及确保线粒体DNA（mtDNA）的完整性（Blackburn et al., 2006; Kazak et al., 2012）。除外DNA的直接损伤，细胞核结构的缺陷［即核纤层蛋白病（laminopathies）］亦可引发基因组失稳，并导致早老综合征（Worman, 2012）。
本图展示了衰老的九项特征：基因组失稳、端粒损耗、表观遗传学改变、蛋白质稳态丧失、营养素感应失调、线粒体功能障碍、细胞衰老、干细胞耗竭、胞间通讯改变。
细胞核DNA
源自老年人和老年模式生物的细胞，均会表现出体细胞突变的累积（Moskalev et al., 2012）。而其他类型的DNA损害，如染色体异倍性（aneuploidies）和拷贝数变异等现象，亦发现与衰老相关（Faggioli et al., 2012; Forsberg et al., 2012）。还有报道，大型染色体异常中的克隆镶嵌现象（clonal mosaicism）亦有所增加（Jacobs et al., 2012; Laurie et al., 2012）。上述各种类型的DNA改变均可影响到关键基因及其转录途径，导致细胞功能紊乱。若后者未通过凋亡或衰老而被清除，则会危及组织和机体的稳态。特别是DNA损害若影响到干细胞的特定功能，则会对其组织更新作用造成不良影响（Jones and Rando, 2011; Rossi et al., 2008）（见“干细胞耗竭”）。
小鼠和人类研究亦发现，在整个生命过程中，基因组损伤与衰老呈现因果关系：若DNA修复机制发生缺陷，在小鼠会导致衰老加速，而在人类则是多种早老综合征［如沃纳综合征、布卢姆综合征、着色性干皮病（xeroderma pigmentosum）、毛发硫营养不良（trichothiodystrophy）、科凯恩综合征（Cockayne syndrome）、塞克尔综合征（Seckel syndrome）］的发病原因（Gregg et al., 2012; Hoeijmakers, 2009; Murgaet al., 2009）。另外，过表达BubR1［为有丝分裂检查点（checkpoint）的组件］的转基因小鼠，对染色体异倍性和恶性肿瘤的防御能力增强，且其健康寿命亦延长（Baker et al., 2013）。该发现也从实验角度证实，通过人为加强核DNA修复机制可延缓衰老进程。
线粒体DNA
衰老mtDNA出现突变和删除也会促进衰老（Park and Larsson, 2011）。mtDNA被认为是衰老相关体细胞突变的主要靶点，原因在于线粒体的氧化微环境中，mtDNA缺乏保护性组蛋白，且较之核DNA欠缺有效的修复机制（Linnane et al., 1989）。不过线粒体基因组存在多样性，同一细胞中可并存突变基因组和野生型基因组［该现象称为异质性（heteroplasmy）］，所以对mtDNA与衰老之间存在因果关系的推测尚存争议。不过，单细胞分析亦显示，尽管mtDNA突变的总体水平较低，但衰老细胞个体的突变负荷则较显著，会达到同质性（homoplasmy）状态（即突变基因组占优势）（Khrapko et al., 1999）。有趣的是，与早期的预测相反，成年或老年细胞中多数mtDNA突变是由生命早期的复制错误所致，而非源于氧化损伤。这些突变会发生多克隆增殖，导致不同组织出现呼吸链功能障碍（Ameur et al., 2011）。HIV感染者经抗逆转录病毒药物（可干扰mtDNA复制）治疗后，会出现衰老加速，这便支持了生命早期mtDNA突变的多克隆增殖加速衰老的观点（Payne et al., 2011）。
mtDNA损伤与衰老及增龄性疾病相关的早期证据，是发现mtDNA突变所致人类多系统疾病可模拟某些衰老表型（Wallace, 2005）。随后的因果关系证据，来自对mtDNA聚合酶γ缺陷小鼠的研究。这种突变小鼠有多种早老表现且寿命缩短，这与其mtDNA随机点突变和删除的累积有关（Kujoth et al., 2005; Trifunovic et al.,2004; Vermulst et al., 2008）。这种小鼠的细胞表现为线粒体功能受损，但出乎意料的是，并不伴有ROS生成增加（Edgar et al., 2009; Hiona et al., 2010）。并且，这种早老症小鼠的干细胞对mtDNA突变的累积异常敏感（Ahlqvist et al., 2012）（见“干细胞耗竭”）。今后的研究尚需要确认，通过基因操作降低mtDNA突变负荷是否能够延长寿命。
细胞核结构
图2 基因组和表观遗传学改变
（A）基因组失稳和端粒损耗。所示为单条染色体受到内源性和外源性因子的破坏，导致多种DNA损伤。这些损伤可通过多种机制予以修复。而DNA损伤过度或DNA修复不足则会加快衰老进程。需注意的是，细胞核DNA和线粒体DNA（图中未显示）均会发生增龄性基因组改变。BER：碱基切割修复；HR：同源重组；NER：核苷酸切割修复；NHEJ：非同源末端接合；MMR：错配修复；ROS：活性氧；TLS：跨损伤DNA合成；SAC：纺锤体组装检验点（Vijg, 2007）
（B）表观遗传学改变。DNA甲基化、组蛋白乙酰化和甲基化、以及其他染色质相关蛋白的变化，均会诱导表观遗传学改变，进而促进衰老进展。
核纤层（nuclear lamina）缺陷也会导致染色体失稳（Dechat et al., 2008）。核纤层蛋白（nuclear lamins）是核纤层的主要成分，可充当脚手架以束缚染色质和蛋白复合物（后两者可调节基因组稳定性），从而参与基因组维护（Gonzalez-Suarez et al., 2009; Liu et al.,2005）。核纤层吸引衰老研究者的注意，源于该结构中编码蛋白成分的基因突变可导致早老综合征，如哈钦森-吉尔福德早老综合征（Hutchinson-Gilford progeria syndrome，HGPS）、内斯托尔-吉列尔莫早老综合征（Néstor-Guillermoprogeria syndrome，NGPS）。而在人类正常衰老过程中，亦可发现核纤层改变和早老蛋白（progerin，核纤层蛋白前体A变异亚型）生成（Ragnauth et al., 2010; Scaffidi and Misteli,2006）。正常的人成纤维细胞经体外长期培养，其端粒功能障碍亦可促进progerin生成，这提示在正常衰老过程中，端粒维护与早老蛋白表达之间存在着密切联系（Cao et al., 2011）。不仅是存在核纤层蛋白A的增龄性改变，核纤层蛋白B1水平亦随细胞衰老而降低，提示后者可作为衰老过程中的生物标志物（Freund et al., 2012; Shimi et al., 2011）。
通过动物和细胞模型，已确认HGPS特征性的核纤层异常可诱导多条应激通路。这些通路包括p53激活（Varela et al., 2005）、促生长轴（somatotrophic axis）下调（Mari?o et al., 2010），以及成体干细胞损耗（Espada et al., 2008; Scaffidi and Misteli,2008）。观察发现，降低HGPS模型小鼠核纤层蛋白前体A或早老蛋白水平，可延缓早老症状的出现并延长寿命，这即为核纤层异常与过早衰老之间的因果关系提供了支持。而通过系统性注射反义寡核苷酸、法尼基转移酶抑制剂，或他汀类与氨基双膦酸盐合用，亦可取得上述效果（Osorio et al., 2011; Varela et al., 2008;Yang et al., 2006）。通过激素治疗恢复促生长轴功能，或抑制NF-κB信号通路，亦可延长上述早老小鼠的寿命（Mari?o et al., 2010; Osorio et al., 2012）。进一步，针对取自HGPS患者的诱导多能干细胞（iPSCs），采用同源重组（homologousrecombination）策略可纠正其LMNA突变，这便为今后开展细胞疗法开辟了道路（Liu et al., 2011b）。而能否通过加强核结构来延缓正常衰老，尚有待在今后研究中予以验证。
总结
大量证据显示衰老过程伴随着基因组损伤，而人为诱导基因组损伤则会引发某些衰老加速表现。机体存在保证染色体忠实分离的机制，有遗传学证据显示，加强这种机制能够延长哺乳动物的寿命。更特殊的是，早老症与核结构缺陷相关，原理验证（proof of principle）显示相关治疗确能延缓过早衰老。类似地，能否通过某种干预手段以加强细胞核的其他方面，以及线粒体基因组的稳定性（如DNA修复），从而对正常衰老产生良性影响，也将是需要探索的方向（关于端粒的问题较为特殊，以下单独讨论）。
二，端粒损耗 telomere attrition
增龄性DNA损害的累积对基因组的影响似乎是随机的，但在染色体的某些区域（如端粒），则特别容易发生增龄性损害（Blackburn et al., 2006）（图2A）。复制性DNA聚合酶不具备完全复制线性DNA分子末端的能力，而一种特异性DNA聚合酶（即端粒酶）则具备这种功能。不过，多数哺乳动物体细胞不表达端粒酶，这便导致染色体末端的端粒保护序列进行性和累积性的丧失。已发现，某些类型的离体培养细胞的增殖能力有一定的限度，这种现象称为复制性衰老，或曰海弗里克极限（replicative senescence, or Hayflick limit）（Hayflick and Moorhead, 1961; Olovnikov, 1996），而端粒损耗正可解释这一现象。事实是，仅通过异位表达端粒酶即可实现普通细胞永生化，且不会发生致癌性转化（oncogenic transformation）（Bodnar et al., 1998）。重要的是，端粒缩短在人类和小鼠的正常衰老过程中亦可发现（Blasco, 2007a）。
端粒受到一种特殊的多蛋白复合体［称为遮蔽蛋白（shelterin）］的保护（Palm and de Lange, 2008）。这种复合体的主要功能为阻止DNA修复蛋白进入端粒。否则，端粒会被当作DNA断裂而被“修复”，从而导致染色体融合。也正由于端粒能限制DNA修复，一旦端粒发生DNA损伤，则会持续而高效地诱导细胞衰老和/或凋亡（Fumagalli et al., 2012; Hewitt et al., 2012）。
人类端粒酶缺陷与发育早熟性（premature development）疾病（如肺纤维化、先天性角化不良、再生障碍性贫血等）相关，这些疾病均涉及到相关组织再生能力的丧失（Armanios and Blackburn, 2012）。而shelterin组分的缺陷也会导致端粒脱帽（uncapping）和严重的染色体融合（Palm and de Lange, 2008），shelterin突变在某些再生障碍性贫血和先天性角化不良病例中亦均有发现（Savage et al., 2008; Walne et al., 2008;Zhong et al., 2011）。多项模型研究显示，若shelterin蛋白各组分功能丧失，则组织再生能力下降且衰老加速；且即使端粒仍处于正常长度，上述现象依然存在（Martínez and Blasco, 2010）。
通过基因修饰动物模型，已可在端粒丧失与细胞衰老、机体衰老之间建立因果关系。因此，端粒缩短或延长的小鼠会分别表现为寿命缩短或寿命延长（Armanios et al., 2009; Blasco et al., 1997;Herrera et al., 1999; Rudolph et al., 1999; Tomás-Loba et al., 2008）。近期证据亦显示，通过激活端粒酶可逆转衰老。具体来讲，针对端粒酶缺陷的小鼠，在其老年阶段采用基因手段重新激活其端粒酶，则该小鼠的早老症状能够被逆转（Jaskelioff et al., 2011）。更进一步，通过对野生型小鼠系统性病毒转导（systemic viral transduction）端粒酶，其正常的生理性衰老亦可得以延缓，且肿瘤发病率未见增加（Bernardes de Jesus et al., 2012）。在人类，近期荟萃分析（meta-analyses）亦支持端粒缩短与死亡风险强烈相关，且在较年轻个体尤其如此（Boonekamp et al., 2013）。
总结
在哺乳动物的正常衰老过程中伴随着端粒损耗。而对小鼠和人类来讲，病理性端粒功能紊乱会加速衰老；若通过实验手段刺激端粒酶，则能延缓小鼠衰老。因此，端粒缩短这项特征完全符合衰老特征的认定标准。
三，表观遗传学改变 epigenetic alterations
各种表观遗传学改变会终生影响到所有的细胞和组织（Talens et al., 2012）。表观遗传学改变包括DNA甲基化模式改变、组蛋白转译后修饰，以及染色质重塑（chromatin remodeling）。而H4K16乙酰化、H4K20三甲基化和H3K4三甲基化程度增加，以及H3K9甲基化、H3K27三甲基化程度降低，构成了表观遗传学的增龄性标志（Fraga and Esteller, 2007; Han and Brunet,2012）。多重酶类系统能够确保表观遗传学模式的形成和维护，如DNA甲基转移酶，和组蛋白乙酰化酶、去乙酰化酶、甲基化酶、去甲基化酶，以及染色体重塑相关蛋白复合体。
组蛋白修饰
在无脊椎动物，组蛋白甲基化符合衰老特征的认定标准。分别删除线虫和果蝇的组蛋白甲基化复合体组分（针对H3K4和H3K27），即可延长其寿命（Greer et al., 2010; Siebold et al., 2010）。进一步发现，抑制线虫组蛋白去甲基化酶（针对H3K27）的延长寿命机制，在于其靶向于关键长寿通路［如胰岛素/IGF-1（胰岛素样生长因子-1）信号通路］的某些组分（Jin et al., 2011）。那么，操控组蛋白修饰酶以影响衰老，是纯粹通过表观遗传学机制而实现（影响DNA修复和基因组稳定性），还是通过改变转录而实现（影响细胞核外的代谢或信号通路），目前尚不明确。
作为NAD依赖型去乙酰化酶和ADP核糖转移酶，sirtuin（沉默信息调节因子）家族成员已被广泛认为是潜在的抗衰老因子。人们对sirtuin蛋白家族与衰老关系的兴趣，来自于一系列针对酵母、果蝇和线虫的研究；报告显示，上述生物体唯一的sirtuin基因Sir2具有显著的长寿活性（Guarente, 2011）。最初发现，酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）过表达Sir2，其复制性寿命（replicative lifespan）会延长（Kaeberlein et al., 1999）；随后报告提示，分别过表达Sir2在线虫（sir-2.1）和果蝇（dSir2）的直系同源基因（ortholog），亦可延长这两种无脊椎模式生物的寿命（Rogina and Helfand, 2004; Tissenbaum andGuarente, 2001）。不过，近期对上述研究又有质疑，该报告认为线虫和果蝇研究所见寿命延长，更大程度上是由于其复杂的遗传背景差异，而与其过表达sir-2.1或dSir2无关（Burnett et al., 2011）。而实际上，经过细致的重新评估发现，过表达sir-2.1只能中等程度地延长线虫寿命（Viswanathan and Guarente, 2011）。
对于哺乳动物来说，sirtuin的7种旁系同源基因（paralog）中有数种亦可减轻小鼠衰老的各个方面（Houtkooper et al., 2012; Sebastián et al.,2012）。具体来看，哺乳动物转基因过表达SIRT1［为最接近无脊椎动物Sir2的同源基因（homolog）］，可提高衰老过程中各方面的健康水平，但并不能延长寿命（Herranz et al., 2010）。然而，SIRT1上述良性效应的产生机制较为复杂，且各机制间相互关联，可涉及到改善基因组稳定性（Oberdoerffer et al., 2008; Wang et al., 2008）和增强代谢效率（Nogueiras et al., 2012）（见“营养素感应失调”）等方面。而在哺乳动物，支持sirtuin介导促长寿效应的更强烈的证据，来自对SIRT6的研究，结果显示其可通过组蛋白H3K9去乙酰化，以调节基因组稳定性、NF-κB信号通路和葡萄糖稳态（Kanfi et al., 2010; Kawahara et al., 2009;Zhong et al., 2010）。SIRT6缺陷的突变小鼠则表现为衰老加速（Mostoslavsky et al., 2006），且过表达SIRT6的转基因雄性小鼠较对照小鼠的寿命更长，这与降低血清IGF-1以及IGF-1信号通路其他指标有关（Kanfi et al., 2012）。有趣的是，定位于线粒体的sirtuin蛋白SIRT3亦可介导饮食限制（DR）延长寿命的某些良性效应，不过这些效应并非源于组蛋白修饰，而是源自线粒体蛋白的去乙酰化（Someya et al., 2010）。最新报道显示，衰老造血干细胞过表达SIRT3可提高其再生能力（Brown et al., 2013）。总之，哺乳动物sirtuin家族至少有三个成员（即SIRT1、SIRT3和SIRT6）能够促进健康衰老。
DNA甲基化
DNA甲基化与衰老之间的关系较为复杂。早期研究显示衰老与总体低甲基化有关，但随后分析发现，在某些位点［对应于多种肿瘤抑制因子基因和多梳蛋白（Polycomb）的靶基因］实际会发生增龄性高甲基化（Maegawa et al., 2010）。早老综合征患者细胞及小鼠细胞所显示的DNA甲基化和组蛋白修饰模式，在很大程度上能够概括正常衰老细胞的表现（Osorio et al., 2010; Shumaker et al., 2006）。而所有这些表观遗传学缺陷或突变会累积终生，特别是会影响到干细胞的行为和功能（Pollina and Brunet, 2011）（见“干细胞耗竭”）。然而，目前尚无直接的实验证据显示，通过改变DNA甲基化模式能够延长生物体寿命。
染色质重塑
与DNA和组蛋白修饰酶类的功能相配合，染色体的关键蛋白［如异染色质蛋白1α（HP1α）］和染色质重塑因子（如多梳蛋白家族或NuRD复合体）的水平，在正常衰老细胞和病理性衰老细胞中均降低（Pegoraro et al., 2009; Pollina and Brunet,2011）。与前述的表观遗传修饰（即组蛋白和DNA甲基化）相伴随，上述表观遗传因子则可决定染色质结构的变化（如异染色质整体缺失和再分配），这些也是衰老特征性的表现（Oberdoerffer and Sinclair, 2007; Tsurumi andLi, 2012）。染色质改变与衰老的因果关系，在果蝇研究中已获支持；该研究发现，HP1α功能丧失的突变果蝇寿命缩短，若果蝇过表达这种异染色质蛋白则会延长寿命，并延缓老年期肌肉功能衰退（Larson et al., 2012）。
染色质表观遗传学改变与衰老之间存在功能相关性的支持证据还表现在，DNA重复区域异染色质形成与染色体稳定性显著相关。特别是，异染色质组装若发生于着丝粒周围区（pericentric regions），尚需组蛋白H3K9和H4K20三甲基化，并与HP1α结合，而这对染色体稳定性相当重要（Schotta et al., 2004）。在哺乳动物，这种经修饰的染色质还包含丰富的端粒重复序列，提示染色体末端可组装进入异染色质区（Blasco, 2007b; Gonzalo et al., 2006）。而在端粒亚区也会显示结构性异染色质（constitutive heterochromatin）的某些特征，如H3K9和H4K20三甲基化、HP1α结合，以及DNA高甲基化。因此，表观遗传学改变可直接影响到端粒长度（衰老的另一特征）的调节。
转录改变
衰老亦与转录噪声（transcriptional noise）增加（Bahar et al., 2006）、mRNA异常生成和成熟（Harries et al., 2011; Nicholas et al., 2010）有关。通过对取自青年和老年不同物种的组织进行微阵列芯片分析比较，鉴定其中发生增龄性转录变化的基因；结果发现，这些基因编码炎症、线粒体及溶酶体相关降解通路的关键组分。这种增龄性转录特征还会影响到非编码RNA，其中一组miRNA称为老年miR（gero-miR），与衰老进程相关，可通过靶向长寿网络的某些组分和调节干细胞行为以影响寿命（Boulias and Horvitz, 2012; Toledano et al.,2012; Ugalde et al., 2011）。功能获得和功能缺失研究证实，黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）和线虫存在多种具有调节寿命功能的miRNA（Liu et al., 2012; Shen et al., 2012;Smith-Vikos and Slack, 2012）。
表观遗传学改变的逆转
与DNA突变不同，表观遗传学改变至少在理论上是可以逆转的，此为新型抗衰老药物的设计提供了机遇（Freije and López-Otín, 2012; Rando andChang, 2012）。针对小鼠应用组蛋白去乙酰化酶抑制剂，可恢复生理性的H4乙酰化，从而避免增龄性记忆损害的出现（Peleg et al., 2010），提示逆转表观遗传学改变可能具有神经保护作用。而组蛋白乙酰转移酶抑制剂亦可减轻早老症小鼠的早老表型并延长其寿命（Krishnan et al., 2011）。且近期研究发现，线虫存在长寿表观遗传学的跨代遗传现象，提示操控亲代的特异性染色质修饰，能够诱导其后代产生长寿的表观遗传学记忆（Greer et al., 2011）。与组蛋白乙酰转移酶抑制剂的理念类似，组蛋白去乙酰化酶激活剂亦应具有延长寿命作用。针对白藜芦醇的抗衰老作用，已有广泛的研究探讨其多方面的作用机制，其中即包括上调SIRT1活性，以及其他与能量缺乏相关的效应（见“线粒体功能障碍”）。
总结
目前已有多重证据提示，衰老伴随着表观遗传学改变，而表观遗传学紊乱则可引发模式生物出现早老综合征。进一步发现，SIRT6作为表观遗传学相关的典型酶类，其功能丧失可致小鼠寿命缩短，而其功能获得则可延长小鼠寿命（Kanfi et al., 2012; Mostoslavsky et al.,2006）。总之，上述研究提示，理解并操控表观基因组（epigenome）将可望改善增龄性病变，并延长健康寿命。
四，蛋白质稳态丧失 loss of proteostasis
衰老和增龄性疾病与蛋白质稳态丧失有关（Powers et al., 2009）（图3）。所有细胞都需要通过一系列的质控机制以保持其蛋白质组的稳定和功能。实现蛋白质稳态的机制，涉及到正确折叠蛋白质［最主要的是热激蛋白（heat-shock proteins，HSP）家族］的稳定，和经由蛋白酶体或溶酶体实现的蛋白质降解（Hartl et al., 2011; Koga et al., 2011;Mizushima et al., 2008）。而增龄性蛋白毒性的调节因子（如MOAG-4），可通过不同于分子伴侣（molecular chaperones）和蛋白酶的其他途径起作用（van Ham et al., 2010）。上述各系统功能完好并相互协调，能够实现错误折叠蛋白的结构复原，或被完全清除和降解，从而阻止损伤成分的聚集，并确保胞内蛋白的持续更新。与此一致，多项研究显示衰老过程中伴随着蛋白质稳态的改变（Koga et al., 2011）。还有发现，未折叠蛋白、错误折叠蛋白或蛋白聚合体的慢性表达，会促进某些增龄性病变（如阿尔茨海默病、帕金森病、白内障等）的发展（Powers et al., 2009）。
图3 蛋白质稳态丧失
内源性和外源性应激导致蛋白质未折叠，或破坏蛋白质的正常合成。未折叠蛋白质通常经由热激蛋白实现重新折叠，或通过泛素-蛋白酶体途径、溶酶体（自噬）途径清除。自噬途径包括伴侣蛋白介导自噬（伴侣蛋白Hsc70识别未折叠蛋白，并将其移入溶酶体）和巨自噬（自噬体隔离受损蛋白和细胞器，并与溶酶体融合）。若未折叠蛋白重新折叠或降解失败，则会导致这些蛋白聚集和聚合，进而引发蛋白毒性效应。
伴侣蛋白介导的蛋白质折叠和稳定
由应激诱导的胞质特异性和胞器特异性伴侣蛋白的合成，在衰老过程中会有显著减少（Calderwood et al., 2009）。多种动物模型证实，伴侣蛋白减少与寿命之间存在因果关系。特别是发现，转基因过表达伴侣蛋白，可延长线虫和果蝇寿命（Morrow et al., 2004; Walker and Lithgow,2003）。热激蛋白家族某种辅伴侣蛋白（cochaperone）发生突变的缺陷小鼠，其衰老表型会加速，而长寿品系小鼠则表现会为某些热激蛋白的显著上调（Min et al., 2008; Swindell et al., 2009）。进一步发现，激活线虫热激反应的主要调节因子——转录因子HSF-1，可延长其寿命并增强耐热性（Chiang et al., 2012; Hsu et al., 2003）。而在线虫衰老过程中，与淀粉样蛋白结合的成分能够维持蛋白质稳态并延长其寿命（Alavez et al., 2011）。在哺乳动物细胞中，SIRT1可使HSF-1去乙酰化，从而加强热激蛋白（如Hsp70）基因的反式激活（transactivation），而下调SIRT1则可减轻热激反应（Westerheide et al., 2009）。
通过伴侣蛋白介导，已有多种方法可激活蛋白质的折叠和稳定机制，以维护或加强蛋白质稳态。针对肌萎缩模型小鼠，通过药物诱导热激蛋白Hsp72，可保持其肌肉功能，并延缓肌萎缩病变发展（Gehrig et al., 2012）。在模式生物中，使用小分子作为药物性伴侣蛋白，可确保损伤蛋白的重折叠，并改善增龄性表型（Calamini et al., 2012）。
蛋白水解系统
在蛋白质质量控制方面，主要存在两种蛋白水解系统，即自噬-溶酶体系统，和泛素-蛋白酶体系统。这两大系统的活性随增龄而降低（Rubinsztein et al., 2011; Tomaru et al.,2012），正可支持蛋白质稳态瓦解为老年阶段共同特征的观点。
就自噬来讲，伴LAMP2a（为伴侣蛋白介导自噬的受体）额外拷贝的转基因小鼠，未见自噬功能增龄性下降，且衰老过程中肝功能保持稳定（Zhang and Cuervo, 2008）。而持续或间歇应用mTOR抑制剂雷帕霉素，亦可延长中年小鼠寿命（Blagosklonny, 2011; Harrison et al., 2009）。由于这一发现，通过化学物质诱导巨自噬（macroautophagy，不用于伴侣蛋白介导自噬的另一类型自噬）的干预方法，激发起研究者的特别兴趣。值得注意的是，雷帕霉素可延缓小鼠多方面的衰老表现（Wilkinson et al., 2012）。在酵母、线虫和果蝇中，雷帕霉素的延长寿命效应的机制严格局限于诱导自噬（Bjedov et al., 2010; Rubinsztein et al.,2011）。针对哺乳动物的衰老，雷帕霉素的上述机制并不存在，而抑制核糖体S6蛋白激酶1（S6K1，与蛋白质合成有关），则可解释雷帕霉素延长寿命效应（见“营养素感应失调”）。较之雷帕霉素，另一种巨自噬诱导剂亚精胺并无免疫抑制的副作用，亦可通过诱导自噬延长酵母、果蝇和线虫的寿命（Eisenberg et al., 2009）。与此类似，小鼠服用一种营养素补充剂——含亚精胺的多胺制剂，或供给其产多胺的肠道菌群，均能够延长寿命（Matsumoto et al., 2011; Soda et al., 2009）。而线虫饮食补充ω-6不饱和脂肪酸，亦可通过激活自噬而延长寿命（O’Rourke et al., 2013）。
就蛋白酶体而言，激活EGF信号通路可增加泛素-蛋白酶体系统多种组分的表达，从而延长线虫寿命（Liu et al., 2011a）。与此类似，采用去泛素化酶抑制剂或蛋白酶体激活剂，可增强蛋白酶体活性，加速培养的人细胞中毒性蛋白的清除（Lee et al., 2010），延长酵母的复制性寿命（Kruegel et al., 2011）。并且，通过FOXO转录因子DAF-16可增加蛋白酶体亚基RPN-6的表达，使线虫对蛋白毒性应激产生抵抗，并延长寿命（Vilchez et al., 2012）。
总结
已有证据显示，衰老与蛋白质稳态失调有关，实验性蛋白质稳态失调可加速增龄行病变的产生。显著的进展是，通过对哺乳动物进行基因操控可改善其蛋白质稳态，并延缓衰老（Zhang and Cuervo, 2008）。
五，营养素感应失调 deregulated nutrient sensing
在哺乳动物中，促生长轴由生长素（GH，由垂体前叶产生）和次级调节因子胰岛素样生长因子-1（IGF-1）组成；后者对GH产生应答，在多种类型的细胞，特别是肝细胞中均可生成。胞内IGF-1信号通路与胰岛素诱发的反应类似，均可使细胞感应到葡萄糖水平。因此，IGF-1和胰岛素信号通路又合称为胰岛素/IGF-1信号（IIS）通路。值得注意的是，IIS通路是进化过程中最为保守的衰老调控通路；而在其多个靶点中，转录因子FOXO家族和mTOR复合体，同样是与衰老相关，且进化保守（Barzilai et al., 2012; Fontana et al., 2010;Kenyon, 2010）。在人类和模式生物中均发现，GH、IGF-1受体、胰岛素受体及其下游胞内效应因子（如AKT、mTOR、FOXO）的基因多态性或突变，均与长寿有关，由此可进一步凸显营养和生物能量通路对寿命的重要影响（Barzilai et al., 2012; Fontana et al., 2010;Kenyon, 2010）（图4A）。
图4 代谢改变
（A）营养素感应失调。促生长轴总体上包括生长激素（GH）和胰岛素/胰岛素生长因子1（IGF-1）信号通路，以及其与饮食限制和衰老相关联的分子。图中促衰老分子标为橙色，抗衰老分子标为浅绿色。
（B）线粒体功能障碍。线粒体功能障碍源于增龄性mtDNA突变、线粒体生成减少、电子传递链（ETC）复合物失稳、线粒体动力学改变、质量控制（通过线粒体自噬实现）缺陷等。应激信号和线粒体功能缺陷会产生ROS。若ROS低于特定阈值，则会诱发生存信号以恢复细胞稳态；若ROS高于特定阈值或持续存在，则会促进衰老。与此类似，线粒体轻度损伤会诱发毒物兴奋效应（称为线粒体毒物兴奋效应），并启动适应性代偿反应。
与营养素感应失调为衰老特征之一的观点相一致，DR可延长已研究过的所有真核生物物种（包括非人灵长类）的寿命或健康寿命（Colman et al., 2009; Fontana et al., 2010;Mattison et al., 2012）。
胰岛素和IGF-1信号通路
通过多项基因操作发现，在不同层次上减轻IIS通路的信号强度，均可延长线虫、果蝇和小鼠的寿命（Fontana et al., 2010）。遗传分析提示，线虫和果蝇IIS通路可部分介导DR的良性效应（Fontana et al., 2010）。IIS下游效应因子中，与线虫和果蝇寿命最为相关的是转录因子FOXO（Kenyon et al., 1993; Slack et al., 2011）。在小鼠中存在四个FOXO成员，但其过表达对寿命的影响，及其在介导减弱IIS通路以延长寿命中的作用，均尚未完全确定。其中小鼠FOXO1为DR肿瘤抑制效应的必需因子（Yamaza et al., 2010），但尚不清楚该因子是否涉及到DR介导的寿命延长效应。新近报道，小鼠过表达肿瘤坏死因子PETN基因，能够总体下调IIS通路并增加能量消耗，此与线粒体氧化代谢增加和棕色脂肪组织活性增强有关（Garcia-Cao et al., 2012; Ortega-Molina etal., 2012）。与其他IIS活性降低的小鼠模型相类似，过表达Pten的小鼠，以及表达PI3K亚效等位基因（hypomorphic）的小鼠，均显示寿命延长（Foukas et al., 2013; Ortega-Molina et al.,2012）。
矛盾的是，在正常衰老过程中，以及小鼠早老模型中，GH和IGF-1水平亦降低（Schumacher et al., 2008）。由此，IIS降低成为生理性衰老和加速衰老的共性特征；然而，结构性降低IIS则可延长寿命。以上研究结果从表面上看相互矛盾，但可以通过统一的模式加以解释，即在遭受系统性损伤的情况下，IIS下调可作为对抗性反应，以实现最低限度的细胞生长和代谢（Garinis et al., 2008）。按照这一观点，机体结构性降低IIS能够存活更长时间，因为其细胞生长和代谢速度会降低，由此也会降低细胞损伤的速度。与此类似，生理性衰老或病理性衰老的机体，也是试图通过降低IIS以延长寿命。然而，这种针对衰老的对抗性反应可能最终会产生风险，导致衰老的恶化和加剧。（其实类似的观点，以下章节还会提及。）因此，极低程度的IIS信号通路无法适应生存所需，一个例证便是，PI3K或AKT激酶无效突变的小鼠，均具有胚胎致死性（Renner and Carnero, 2009）。而伴IGF-1低水平的早老症小鼠，补充IGF-1可减轻其早老症状（Mari?o et al., 2010）。
其他营养素感应系统：mTOR、AMPK和sirtuins
除外参与葡萄糖感应的IIS通路，另有三种相互关联的营养素感应系统正成为研究的重点：即mTOR，感应高浓度氨基酸；AMPK，通过测取高水平AMP以感应低能量状态；sirtuins，通过测取高水平NAD+以感应低能量状态（Houtkooper et al., 2010）（图4A）。
激酶mTOR存在两种多蛋白复合体，即mTORC1和mTORC2，其可基础性调节合成代谢的各个方面（Laplante and Sabatini, 2012）。针对酵母、线虫和果蝇，通过基因下调mTORC1活性，均可延长寿命，并可进一步削弱DR的延长寿命效应，提示抑制mTOR可实现DR的表型模拟（Johnson et al., 2013）。应用雷帕霉素亦可延长小鼠寿命，其被认为是延长哺乳动物寿命的最强效化学干预手段（Harrison et al., 2009）。通过基因修饰降低mTORC1活性，同时保持mTORC2正常水平，仍可延长寿命（Lamming et al., 2012）；另外，S6K1（mTORC1主要底物）缺陷小鼠亦长寿（Selman et al., 2009）。因此，下调mTORC1/S6K1可能为mTOR相关哺乳动物长寿效应中的关键调节因子。还有发现，小鼠衰老过程中其下丘脑神经元的mTOR活性增加，从而促进增龄性肥胖发生，若下丘脑内直接注射雷帕霉素，则可逆转之（Yang et al., 2012）。以上针对mTOR和IIS通路的相关发现提示，营养和合成代谢的活性增强，并经由IIS和mTORC1通路发生信号转导，是加速衰老的主要因素。虽然抑制TOR活性会对衰老过程产生明确的良性效应，但也存在某些不良的副作用，如在小鼠可见伤口愈合不良、胰岛素抵抗、白内障及睾丸退化（Wilkinson et al., 2012）。因此，今后应明确抑制TOR的利弊效应的机制，并将两者区分。
另外，还存在两种营养素感应器，即AMPK和sirtuins。与IIS和mTOR的作用方向相反，这两者针对营养匮乏和分解代谢产生效应，而非针对营养过盛和合成代谢。相应地，两者上调有益于健康衰老。激活AMPK会对代谢产生多重效应，特别是关闭mTORC1（Alers et al., 2012）。有证据显示，针对线虫和小鼠应用二甲双胍，可通过激活AMPK介导其延长寿命效应（Anisimov et al., 2011; Mair et al., 2011;Onken and Driscoll, 2010）。而关于sirtuin的调节寿命的作用，上节已有论及（见“表观遗传学改变”）。另外，SIRT1亦可去乙酰化并激活PPARγ共激活因子1α（PGC-1α）（Rodgers et al., 2005）。而PGC-1α可协调一系列代谢反应，如线粒体生成、增强抗氧化防御功能、改善脂肪酸氧化作用（Fernandez-Marcos and Auwerx, 2011）。并且，SIRT1与AMPK可参与到一个正向反馈环中，从而将这两种低能量状态感应器联结于统一反应之中（Price et al., 2012）。
总结
总之，现有证据强烈支持合成代谢信号会加速衰老，而降低营养素信号则可延长寿命（Fontana et al., 2010）。进一步，通过药物操作（如雷帕霉素）模拟营养素获取不足状态，可延长小鼠寿命（Harrison et al., 2009）。
The Hallmarks of Aging
CarlosLópez-Otín1, Maria A. Blasco2, Linda Partridge3, 4,Manuel Serrano5, , and Guido Kroemer6, 7, 8, 9, 10
1 Departamento de Bioquímica y Biología Molecular,Instituto Universitario de Oncología (IUOPA), Universidad de Oviedo, Oviedo,Spain
2 Telomeres and Telomerase Group, Molecular OncologyProgram, Spanish National Cancer Research Centre (CNIO), Madrid, Spain
3 Max Planck Institute for Biology of Ageing,Cologne, Germany
4 Institute of Healthy Ageing, Department ofGenetics, Evolution and Environment, University College London, London, UK
5 Tumor Suppression Group, Molecular OncologyProgram, Spanish National Cancer Research Centre (CNIO), Madrid, Spain
6 INSERM, U848, Villejuif, France
7 Metabolomics and Cell Biology Platforms, InstitutGustave Roussy, Villejuif, France
8 Centre de Recherche des Cordeliers, Paris, France
9 P?le de Biologie, H?pital Européen GeorgesPompidou, AP-HP, Paris, France
10 Université Paris Descartes, Sorbonne Paris Cité,Paris, France
