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Nature | 疱疹病毒编码miRNA选择性抑制miRNA加工

疱疹病毒可以影响宿主机能,激活免疫逃逸,从而在机体有效扩增感染,并可以长时间潜伏和伺机活化【1,2】。其活化-潜伏转换机制与病毒非编码RNA之间很可能存在一定联系【3,4】。miRNA是基因表达过程中最为重要的调节因子之一,它参与从胚胎发育,到组织稳态以及癌症发生发展等一系列细胞层面的生命过程【5,6】。值得注意的是,miRNA的来源也在各个层面受到严格调控【7】。细胞miRNA发现不久,大量病毒,尤其是来自于疱疹家族的病毒也确定可以表达特异的病毒miRNA【4,8】。HHV-6A是其中之一,并确定在人类的血清阳性率超过90%。HHV-6A可以插入宿主染色体的端粒区域【9】,并潜伏下来。而其活化与心功能障碍,器官移植排斥以及神经功能紊乱等直接相关【10】。但是,疱疹病毒如何引起上述病征的具体机制仍旧不算清晰。

2022年5月4日,来自德国乌尔兹堡大学大学的Bhupesh K. Prusty Lars Dölken研究组在Nature上发表题为Selective inhibition of miRNA processing by a herpesvirus-encoded miRNA的文章,确定疱疹病毒HHV-6A可以选择性抑制miRNA加工。

线粒体在机体抗击病毒感染中起着关键性作用。它们会持续分裂和融合,从而可以在代谢和环境压力之下维持细胞基础功能。为了研究HHV-6A是否影响线粒体结构,作者用野生型HHV-6A感染人类原代脐静脉内皮细胞,并用荧光显微镜观察线粒体。作者发现,裂解HHV-6A感染可以导致大量线粒体碎片。另外,线粒体的分裂融合依赖于DRP1的调节,作者还发现HHV-6A感染还可以诱导DRP1表达水平大幅上升。人类miR-30家族通过靶向p53及其下游DRP1来调控线粒体分裂融合。作者发现HHV-6A感染可以诱导miR-30家族一系列成员miRNA加工受阻,与之对应的是pri-miR-30c水平上升。

与感染不同,潜伏的HHV-6A激活后并不急于大量复制,而是表达一些病毒miRNA和mRNA。因此,作者接下来研究是否HHV-6A的miRNA也影响miR-30装配。作者发现miR-30c发卡结构与miR-aU14呈现强互补状态。并且,将miR-aU14转入细胞,miR-30c合成受到抑制,且pri-miR-30c水平上升。

线粒体在免疫系统也行使重要的生理功能。Toll样受体和RIG-I样受体活化后,线粒体通过调控I型干扰素的产生来影响抗病毒通路。作者发现,转入miR-aU14类似物可以在mRNA水平降低IFNB表达。接下来,作者研究miR-aU14的异位表达是否可以影响病毒感染和潜伏病毒激活。作者发现,加入miR-aU14类似物的细胞,与对照细胞相比,感染细胞水平提升2.5倍左右。而且,加入miR-30c抑制剂下调成熟miR-30c水平,p53和DRP1表达,并诱导线粒体碎片化。

原则上来说,上述miRNA所介导的miRNA加工抑制现象在其他miRNA中也可能存在。而细胞内大量行使重要功能的miRNA呈家族存在。靶向发卡结构而不是成熟miRNA序列可以更加容易获得特异性miRNA抑制剂。大量let-7家族成员具有相对较大的含有近30个核苷酸的发卡结构,因此,作者设计了靶向pre-let-7发卡结构miRNA类似物,并发现其可以明显抑制let-7d加工和降低成熟let-7d水平。

最后,作者研究上述现象在人类细胞中是否同样发生。作者从人类miRNA数据库中检索已知pre-miRNA所对应人类成熟miRNA。作者发现,在人类细胞系中,主要miRNA对表达均处于较低水平,而miR-155和miR-148b这一miRNA对相对值得关注。并确定miR-155类似物可以降低成熟miR-148表达水平。

综上所述,作者确定病毒miRNA可以有效抑制宿主miRNA加工,人类疱疹病毒可以破坏线粒体结构,影响宿主抵御病毒,并促使潜伏病毒转为活化状态。作者还发现,病毒编码的miR-aU14可以通过直接与相应发卡结构结合,来选择性抑制miR-30家族多个miRNA的加工。而随后的miR-30缺失会导致miR-30-p53-DRP1通路活化,以及下游的线粒体结构破坏。

原文链接:

https://doi.org/10.1038/s41586-022-04667-4

制版人:十一

参考文献


1. Paludan, S. R., Bowie, A. G., Horan, K. A. & Fitzgerald, K. A. Recognition of herpesviruses by the innate immune system. Nat. Rev. Immunol. 11, 143–154 (2011).

2. York, I. A. Immune evasion strategies of the herpesviruses. Chem. Biol. 3, 331–335 (1996).

3. Cohen, J. I. Herpesvirus latency. J. Clin. Invest. 130, 3361–3369 (2020).

4. Pfeffer, S. et al. Identification of virus-encoded microRNAs. Science 304, 734–736 (2004).

5. Bushati, N. & Cohen, S. M. microRNA functions. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 23, 175–205 (2007).

6. Bartel, D. P. MicroRNAs: target recognition and regulatory functions. Cell 136, 215–233 (2009).

7. Bartel, D. P. Metazoan MicroRNAs. Cell 173, 20–51 (2018).

8. Cai, X. et al. Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus expresses an array of viral microRNAs in latently infected cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA 102, 5570–5575 (2005).

9. Kaufer, B. B. & Flamand, L. Chromosomally integrated HHV-6: impact on virus, cell and organismal biology. Curr. Opin. Virol. 9C, 111–118 (2014).

10. Agut, H., Bonnafous, P. & Gautheret-Dejean, A. Laboratory and clinical aspects of human herpesvirus 6 infections. Clin. Microbiol. Rev. 28, 313–335 (2015).

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