心肌梗死(myocardial infarction)是冠状动脉闭塞，血流中断，使部分心肌因严重的持久性缺血而发生局部坏死。临床表现呈突发性，剧烈而持久的胸骨后疼痛，特征性心电图动态衍变及血清酶的增高，可发生心律失常、心力衰竭、休克等合并症，常可危及生命。本病在欧美最常见，在美国每年约有150万人发生心肌梗死。中国在世界上属低发区，但近年来也有上升趋势。
心肌梗死90％以上是由于冠状动脉粥样硬化病变基础上血栓形成而引起的，较少见于冠状动脉痉挛，少数由栓塞、炎症、畸形等造成管腔狭窄闭塞，使心肌严重而持久缺血达1小时以上即可发生心肌坏死。冠状动脉闭塞20～30分钟后，受其供血心肌即因严重缺血而发生坏死，称为急性心肌梗死。坏死组织约1～2周后开始吸收，并逐渐纤维化，6～8周形成瘢痕而愈合，称为陈旧性心肌梗死。此外，近年来大量的研究发现，大约25％～50％的急性猝死者中，生前无心绞痛发作史，但近90％的尸检中，发现这些人均有严重的冠状动脉粥样硬化病变。猝死的原因通常是致命性心律失常，而在致命性快速室性心律失常发作前，心电图可检出无症状心肌缺血与猝死之间可能有因果关系，因此，慢性心肌缺血也称无症状心肌缺血，目前正日益受到重视。
(一)心肌梗死动物模型研究进展
研究心肌梗死的重要方法是建立动物心肌缺血及心肌梗死模型。急性心肌梗死动物模型研究经历了漫长的探索过程。从1943年Harris和Rojas首次报道开胸结扎犬和猴的冠状动脉前降支，成功建立了急性心肌梗死动物模型之后，国内外相继有大量开胸结扎冠脉法复制心肌梗死动物模型成功的报道，应用的动物包括小鼠、大鼠、家兔、犬、猪、猴和羊等。由于体型适中和解剖结构人们比较熟悉，早期很多心肌梗死实验应用犬来完成，然而，由于犬的心脏冠状动脉侧支循环比较丰富，结扎冠脉相同的位置，心肌梗死区域变异较大，导致模型不稳定。小型猪由于心脏侧支循环少，心肌梗死范围稳定、可靠，在复制心肌梗死模型中表现出明显的优势(图4-10)。
图4-10 小型猪急性心肌梗死模型心肌切片TTC染色
中国实验用小型猪冠脉结扎法建立心肌梗死模型，图示实验后心肌TTC染色结果，红色示正常心肌，灰白色示急性梗死心肌(→)。可见心肌梗死灶界限清晰
1950年，Allen等通过分别结扎犬的左旋支的不同位置，包括起始段、距分叉下游5mm点和10mm点，对动物存活时间及死亡率影响的研究结果证实：结扎冠脉位置越高，死亡率越高，存活时间越短。人类心肌梗死50％发生于左冠前降支(LAD)供血区域，因此，选择结扎LAD复制心肌梗死模型有助于临床评价。然而，在结扎LAD后心律失常的发生率可达80％以上，因此，在术中尽量应用心电监护，可以尽早发现心率失常的发生并及时处理，降低死亡率。应用结扎法复制的模型，可以确切地闭塞冠状动脉，造成局部心肌缺血、坏死，这种缺血的部位和面积及其表现都很类似人类的发病情况，此外，还可以根据造成梗死范围的大小、梗死部位及实验要求等有选择的结扎冠脉，适用范围广，操作简便。随着对模型复制方法研究的深入，动物死亡率大大降低，因此，在实验研究中较常应用。由于冠脉结扎法需要进行开胸手术，对动物的正常生理状态破坏较大，在选择应用时应注意。
从1948年Roos等通过颈动脉穿刺向主动脉根部注射淀粉混悬液来复制心肌梗死模型开始，随着导管介入技术的快速发展，心肌梗死模型的复制也开始了微创方法的探索研究。由于发明了选择性血管造影方法，极大地简化了向冠状动脉插入导管的操作技术，同时模型复制方法及栓塞动脉的材料也得以发展，包括通常所用的微球(珠)、微血栓、丝线、凝胶海绵等，此外还有应用Kifa导管尖端、可膨胀或可充气的球囊及孢子等用于封堵冠脉的选择。Smith等(1989年)和Gaymes等(1995年)先后将经皮介入导管技术(Seldinger technique)用于心血管研究领域，并不断趋于成熟。此技术可以克服以往开胸结扎法造成创伤大、死亡率较高的缺点，栓塞定位也十分准确，在同一动物可以执行一系列的导管介入操作，动物恢复过程也快。Seldinger技术可经股动脉切开穿刺插入导管，或经颈总或颈内动脉穿刺插管，将导管送至冠状动脉内，经导管注入栓塞剂或采用球囊导管充气闭塞冠状动脉。经股动脉插管则方便多次冠脉造影及其他需要应用颈部血管进行的研究。采用球囊导管充气法闭塞冠状动脉还可以很方便地进行缺血／再灌注的实验观察，但是这种方法必须先使动物全身肝素化才能进行导管操作，以避免血管内血液凝固，影响实验结果的观察。应用介入法复制心梗模型专业性较强，需要在具有丰富经验的介入治疗医师的配合下完成。而且鼠、兔等小动物由于动脉管径较细，很难完成介入操作，而且费用昂贵，因此在实验应用中受到一定限制。
1956年，Berman等通过开胸手术，将Ameroid收缩环放置于冠脉左旋支与前降支起始段，成功建立了慢性心肌梗死模型。Ameroid收缩环由双层环构成，外环为金属环或塑料环，内环由酪蛋白制成，由于酪蛋白遇水缓慢膨胀的特点，植入的Ameroid收缩环会逐渐收缩，并最终使血管完全闭合。近来，以此方法复制心肌慢性缺血模型被越来越多的采用。
(二)冠脉结扎法
1．手术方法 小型猪经一夜空腹后，全身麻醉，右侧卧位固定于手术台上，气管插管后机械通气。常规消毒铺巾，手术从胸壁左侧第四肋间切口(指腹触及心脏搏动最强处)进胸，逐层打开皮肤、皮下组织和肌层。胸廓撑开器撑开胸腔，暴露心包，从左心耳部打开心包腔约5cm，暴露心脏。用5％利多卡因喷洒在心脏表面以降低心脏对手术操作刺激的反应。向上翻起左心耳，沿左心耳根部顺LAD走行方向找到LAD第二对角支起始部，剪开心外膜小心游离LAD血管约1.5～2.0cm，以两根丝线牵引血管，提起后迅速使用冠脉阻断带，用力夹闭阻断带，待心脏左心室前壁逐渐变为暗红色、运动幅度降低后，结扎LAD，仔细检查心包腔，确定无活动出血后，冲洗心包腔，间断缝合心包，逐层关闭缝合胸壁，排气关胸。待动物清醒后肌注哌替啶0.5ml、安定1ml止痛。继续观察3小时，动物能站立后送回饲养笼。术后1天拔除引流条，术后3天内每天肌注青霉素钠160万U预防感染。
2．模型特点
(1)模型制作由于开胸手术而破坏左侧胸膜腔，虽然术中有呼吸机辅助呼吸，但术后动物的肺功能仍不可避免的受到影响，此外，开胸手术造成肋骨移位，也会影响胸腔呼吸运动。因此，如果需要进行呼吸功能相关的研究，不宜选用该模型。
(2)由于开胸手术给动物带来较大的创伤，涉及炎症反应、细胞因子和心肌酶学等相关指标的研究将受到干扰。
(3)结扎冠脉制作的心肌梗死模型模拟了急性心肌梗死过程，适于研究急性心梗后的病理反应过程、药效和抢救措施等，不适于心肌梗死发病机制、预防措施等研究。
(4)由于小型猪心脏冠状动脉侧支循环少，突然的冠脉阻断易于诱发心室纤颤，成为造模失败的主要因素，此外，也有呼吸道阻塞、麻醉意外、造影术造成动物死亡的报道，文献报道的造模成功率为73.3％～90％。
(三)微创法
1．球囊封堵法 动物麻醉后常规消毒铺巾，在猪右侧腹股沟部位，可采用经皮穿刺或切开分离出股动脉直接穿刺。经皮穿刺时触及股动脉搏动最强处，右手持针对准该点斜行刺入，穿刺成功可见鲜红色的动脉血自针尾喷出，送入导丝。也可切开皮肤，钝性分离暴露右侧股动脉，穿刺针小心刺入股动脉。通过穿刺针送入导丝，沿导丝送入6F动脉鞘管，随即弹丸式静脉注入肝素10 000U，手术过程中每隔30分钟追加肝素2000U。经动脉鞘置入6FJL4指引导管。经该导管置入球囊导丝至冠状动脉左前降支(LAD)远端，经该导丝置入直径为2.5mm×15mm的球囊至第一对或第二对角支远端，以2～4个大气压打开球囊(根据冠脉的直径大小选择，以球囊扩张后造影远端血流中断为标准)，预适应5～7次，第1次1分钟，第2次2分钟，第3次5分钟，每次间隔5分钟，第4次10分钟，第5次15分钟，第6次20分钟，第7次30分钟，每次间隔10分钟。预适应期间可预防性使用抗心律失常药。观察球囊堵闭过程中动脉内压力、心电图ST-T变化及有无心律失常等。如出现频发室早、短阵室性心动过速或心室颤动等情况可考虑延长预适应时间，如无异常，则以2～4个大气压打开球囊堵闭LAD，造影示球囊远端血流中断，持续90分钟之后，缓慢释放球囊(0.5atm／5～10min)。再次造影观察血供情况，血供良好退出鞘管，压迫止血。术中连续心电监护及鼻导管氧气吸入，监测心电图、心率、呼吸、有创压、血氧饱和度，发现异常时立刻采取相应措施。
2．微血栓法 微血栓悬液制备：预先抽取小型猪耳缘静脉血10ml，加入凝血酶10U，于37℃温箱中孵育3小时制备血栓。然后用100目筛过滤，制成直径约100μm(78～112μm)的微血栓。在无菌环境下将0.1g微血栓加入生理盐水5ml与碘普罗胺370造影剂5ml中充分混匀，制成微血栓悬液，悬液温度控制在20～26℃，以防在冠脉内注射时因温度过低诱发 心律失常。
模型制作：应用Seldinger法从右股动脉置入4F动脉鞘管，按标准投照角度以4F猪尾导管 行左室造影，并记录左室收缩压(LVSP)和舒张末压(LVEDP)；同时行左、右冠脉造影，观察冠 脉走行及分支情况。应用细冠脉造影导管塑型技术超选LAD，自导管分三次将微血栓悬液缓 慢注入LAD内，每次3ml，注射时间为5秒，注射间隔5分钟。每次注射后造影观察LAD血流 变化，并监测LVEDP。使用校正的TIMI血流记帧法(CTFC)，以造影剂达到冠脉标准远端图像的帧数来计算，直到TIMI血流2级和LVEDP>15mmHg(1mmHg=0.133kPa)时停止注射。待 LVEDP稳定在15～18mmHg，撤除动脉鞘管，结扎血管，并加压包扎。术中持续监测心电图及 血压变化。术后限制活动，连续3天肌肉注射青霉素800万U，每天2次，洁净栏喂养。
3．模型特点
(1)球囊封堵法是微创建立心肌梗死模型最常用的方法，其优点包括：①梗死机制与临床病理情况较接近；②能精确定位目的血管；③不需开胸手术，可避免对动物造成重大伤害及机体内环境的重大改变；④术后护理和饲养管理简单；⑤临床废弃的导管、导丝和球囊等可用于实验，降低了成本。球囊封堵法的缺点是耗时较多，实验步骤繁杂，且不一定能造成恒定的梗死，对于心肌梗死的治疗效果研究可能造成干扰，常用于冠脉缺血再灌注、冠脉痉挛和心脏衰竭等研究。
(2)球囊封堵法建立心肌梗死模型的成功率较低，多数研究报道成功率在50％左右。报道的动物死亡原因包括：球囊封堵过程中诱发心室纤颤；封堵结束时球囊释放过快，致再灌注心律失常引起心室纤颤；指引导管插入冠脉开口内，刺激冠状动脉痉挛，诱发心室纤颤；麻醉过深至呼吸抑制；麻醉不佳动物躁动致指引导管穿破左冠状窦，引起急性心包填塞致心室纤颤；冠脉内血栓形成导致血压下降，引发心室纤颤。
(3)常有探索其他材料封堵的方法，例如，陈欣等经3F导管将自制黑色丝线栓子(1.5cm长的4号手术丝线2根)推注到冠脉左前降支远端。实验结果：6／9头猪活至术后5周，存活率67.7％。
(4)近年来，各种冠脉内介入手术所导致的斑块破裂或者动脉粥样斑块自然脱落形成微血管栓塞，从而导致微血管功能障碍已引起人们越来越多的关注。微血栓产生后随即被血流冲入远端，直接造成微血管栓塞，破坏微血管内皮的完整性而导致微循环功能障碍，对心肌灌注及血流动力学产生影响，从而导致心肌功能障碍、血流储备降低，以及心肌坏死等病理生理变化。利用自体血凝块制作微血栓，通过Seldinger法冠脉内注射的方法较好地模拟了这一病理过程。
(5)应用冠脉造影导管塑型技术超选LAD推注微血栓，较以往通过冠状动脉左主干或主动脉窦部注射，可以较好的控制损伤心肌面积。未受影响的冠脉仍能保持有效地心肌灌注，从而提高存活率。反复少量微血栓灌注，同时采用LVEDP监测，使之稳定控制于15～18mmHg，既避免悬液灌注过多致使梗死面积过大，导致动物急性心力衰竭死亡，又保证对心肌血液循环灌注的持续阻断效果，提高模型成功率。
(6)张晶等采用了微血栓微血球混悬液注入的方法。微血栓微球混悬液制备：预先取同体猪血10ml，加入凝血酶20U，于37℃温箱中孵育3小时制备血栓。取同体猪脂肪组织10g，同血栓一起碾碎。复合塑料微球为99％聚苯乙烯+1％乙二烯苯，直径约100μm(78～112μm)，密度为0.18g／ml。1ml微球悬液中约含1×105个塑料微球。应用超声波匀浆器高速匀浆后混匀，制成微血栓微球混悬液备用。该方法的优势：微球阻塞于冠状动脉远端微循环，保证远期的持续阻断血流效果，避免了球囊堵塞冠状动脉法所常见的，撤出球囊后冠状动脉血流恢复，不能有效保证心力衰竭成模率的弊端；较单纯微球灌注，自体血栓灌注可更好的模拟心肌梗死时冠脉内急性血栓形成，多种炎性因子释放的病理生理过程；所用微球体积较小(100μm左右)，栓塞位点为冠状动脉微动脉，避免了过大直径微球栓塞冠状动脉分支造成的急性心脏循环崩溃。
(四)Ameroid环束扎法
目前最常用的慢性心肌缺血动物模型制备方法是将Ameroid缩窄环套于冠状动脉血管外，多数为左冠状动脉回旋支(LCX)，少数为前降支(LAD)以逐渐闭塞该血管。Ameroid缩窄环是一种内径为2.0～2.7mm的双层环，外层为金属、塑料或其他刚性材料，内层为酪蛋白，吸水后会膨胀。由于外层不能变形，酪蛋白膨胀后只能向内挤压，逐渐缩窄血管内径。Ameroid缩窄环造成血管完全闭塞所需时间平均为(26±4)天，同时由于血栓的形成，能使血管管腔逐渐狭窄，直至闭合。4～6周后可形成一个依靠侧支循环的具有存活能力的缺血区，缺血区仅有少数坏死心肌(图4-11)。该模型中梗死心肌占左心室总体积的2％～5％，大部分为存活的缺血心肌，伴有一定程度的心肌缺血和心功能障碍，主要表现为节段心肌功能低下，但总体心脏功能正常。这一模型较为接近临床上最常见的冠心病患者的慢性心肌缺血，是较理想的冬眠心肌模型。此外，猪心肌缺血后血管生成能力非常有限，该模型也特别适用于进行心肌缺血性疾病的血管新生研究，为药物、各种血管生长因子、基因治疗慢性缺血性心肌病，研究冠状动脉的侧支循环生成提供了一个有效平台。
猪的LCX所支配心肌有相对较多的侧支循环，该动脉闭塞造成的心肌梗死面积小，动物存活率高，是慢性心肌缺血研究较为理想的动物模型。冠脉植入Ameroid缩窄器需要开胸手术(图4-12)，造模的失败往往发生于动物手术过程中和术后的短期内，模型成功率为70.6％～88.9％。文献报道的动物死亡原因包括：术中损伤冠脉大出血、分离冠脉时过度牵拉发生室颤、麻醉意外、术后呼吸障碍和术后感染。为减少开胸手术对动物造成的严重创伤，提高模型的成功率，陈仕林等探讨了经胸腔镜猪慢性心肌缺血模型的制作，模型成功率达到87％(20／23)。
小型猪心肌缺血常用Ameroid闭合器内径为2.0mm、2.25mm、2.50mm、2.75mm不等，外环有不锈钢和塑料材质，术后需要MRI检查的实验研究不能选用金属材质(图4-13)。选用Ameroid闭合器内径应与拟闭合目标冠状动脉的直径相近，才能在术后3～4周产生理想的慢性心肌缺血模型。Ameroid闭合器内径过小，血管受压过大，引起血管内血栓形成或急性心肌缺血，导致动物发生心脏性猝死；Ameroid闭合器内径过大，造成慢性心肌缺血的时间长，不便于围手术期的管理。董书强等，将Ameroid缩窄器置于LCX，在术后3周，56％的猪LCX狭窄大于75％，44％完全闭塞。8周后所有猪的LCX均完全闭塞。
图4-11 小型猪慢性心肌梗死模型 心肌切片TTC染色
中国实验用小型猪左冠旋支Ameroid缩窄环植入后8周，心肌TTC染色结果，红色为正常心肌，灰白色为坏死心肌(→)，可见梗死区域还有很多正常心肌，提示为慢性心肌梗死，在梗死灶已有侧枝循环建立
图4-12 小型猪心脏冠状动脉 Ameroid缩窄器植入图
小型猪心脏左冠旋支植入Ameroid缩窄器建立慢性心肌缺血模型，图示开胸手术过程中，左冠旋支已套入Ameroid缩窄器中(→)
图4-13 小型猪冠状动脉植入Ameroid 缩窄器后CT扫描血管重建MIP图
小型猪左冠回旋支植入Ameroid缩窄器(→)后2天，64层螺旋CT扫描后血管重建MIP图像。可见心脏左冠回旋支近端Ameroid缩窄器与回旋支显示清晰(↗)，回旋支尚无狭窄
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