6.做磷酸化蛋白WB时,除了目标蛋白的band以外,往往会出现非特异性的band.磷酸化抗体不好的话,甚至会压出非特异性的band,而没有你想要的band,所以压片以后,你一定要根据markers比对一下,你压出的band分子量是否正确.我以前压WB时,压出了一条band,就以为是我想要的那条,然后还根据趋势推测可能的机制,走了不少怨枉路.还有一次,把markers的分子量记错了,比对出来的结果当然也不对. 7.磷酸化蛋白WB时backgroud也往往较深,所以压片时间要适当,不能太长或过短,太长则backgroud太深盖住想要的那条band,时间过短则可能没有band或者band太浅. 8.磷酸化蛋白WB时,用TBST洗时也要注意一下,摇床的转速不要太快,洗的时间不要太长,孵育一抗和二抗之后分别洗5min 3次即可,宁愿background深一些,总比做不出来强得多.另外,洗的时候,最好不要把几张membrane叠在一起洗。 10.对我的lysis buffer配方作以下说明: (1)Na3VO4要活化 (2)我的配方配的是100ml 细胞裂解液,但如您各个成分的体积加起来,会发现total=102.1ml,那是因为这些 11.正如我在第5点所说的,"研究完某一蛋白的磷酸化情况后最好也要研究一下该蛋白总的表达量“。这有两种方法,一是:相同的sample在不同的well中上样两次(可在相同的gel上,也可在不同的gel),其一压磷酸化蛋白,另一压该蛋白总的表达量(包括磷酸化和未磷酸化的该蛋白),甚至还可跑另一个gel,压内标。但是本人不建议如此做,因为这样比较时误差还是较大的。因此,比较公认的,本人也建议如此的方法,即:将原先结合上的磷酸化抗体及二抗洗去(strip),strip solution如下 100mM 2-mercaptoethanol (stock 14.335M, 取697.6ul) 2% SDS (stock 10%, 取20ml) 62.5mM Tris (pH6.7)(stock 1M, 取6.25ml) 加水至100ml 然后50度水浴30min. 许多人会建议55度水浴30min。Strip solution是用来去除已结合的抗体,但也会去除部分的蛋白,导致蛋白信号变弱。我本人经实验发现水浴时有时温度不稳定,温度定为55度时往往其温度容易超过,导致较多的蛋白也被去除,故建议温度设为50度30min,既能有效去 |
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