乳腺癌转移灶激素受体变化与决策

李娜妮，曹文明，王晓稼

福建省肿瘤医院

浙江省肿瘤医院

　　乳腺癌甾体激素受体（HR）是乳腺癌一个重要的预测及预后因素。临床实践与研究显示，乳腺癌转移灶HR表达常常与原发灶存在不一致。这种不一致的发生原因复杂，机制不明，但其变化可能对复发转移性乳腺癌的预后、治疗策略和转归等产生影响。本文对复发转移性乳腺癌激素受体改变的研究进展进行综述。

通信作者：王晓稼，[e-mail]

原文参见：实用肿瘤杂志. 2018;33(6):515-519.

---

　　甾体激素受体是乳腺癌特有的分子标志，也是乳腺癌重要的预后因子和内分泌治疗疗效的预测因子，因此，受体表达对于乳腺癌诊治和预后有重要意义。在晚期乳腺癌治疗中，常常发现乳腺癌原发灶与转移灶之间及不同转移灶之间激素受体表达存在明显的不一致，造成后续治疗选择化疗还是内分泌治疗存在争议，并影响转移性乳腺癌治疗效果和结局。现就转移性乳腺癌转移灶激素受体改变的研究进展作系统综述。

　　1　激素受体表达差异及其治疗相关性

　　1.1　各类受体表达差异情况

　　乳腺癌在生物学特性上具有高度异质性，并依据分子分型进行分类治疗。不同分子亚型的乳腺癌其临床病理特征、预后、治疗策略和病情转归都各不相同，以分子分型为基础的治疗策略有效延长患者生存。然而，由于肿瘤内在的异质性以及其演进过程发生的变异，导致原发灶与转移灶、不同转移灶之间存在明显不同的生物学特征，临床上主要表现为转移灶各类受体表达的不一致。这种不一致是导致治疗决策困难和治疗失败的重要原因，并可能影响治疗方案，也最终会影响患者的最终生存【1】。

　　一系列研究表明，乳腺癌在演进过程中，肿瘤细胞表面激素受体表达及其强度存在变化。在前瞻研究中，Thompson等【2】在BRITS研究中比较137例转移性乳腺癌原发灶与转移灶的分子表达情况，发现雌激素受体和孕激素受体表达的变化率分别为10.2%和24.8%，其中雌激素受体阳性转阴性和阴性转阳性分别为8%和2.2%，而孕激素受体阳性转阴性和阴性转阳性分别为16.1%和8.7%。Amir等【3】以1%作为雌激素受体/孕激素受体阳性阈值时，原发灶与转移灶间雌激素受体和孕激素受体不一致率分别为16%和40.4%，其中，雌激素受体的转阴和转阳率分别为15.9%和16%，孕激素受体则分别为73.9%和8.3%。随后，Amir等【4】将BRITS和此研究合并分析，同样以1%为判断雌激素受体/孕激素受体阳性阈值，342例中231例有完整的受体表达，其雌激素受体和孕激素受体不一致率分别为12.6%和31.2%。雌激素受体转阴和转阳率分别为12.4%和13.2%；孕激素受体则分别为42.7%和16%。一项大样本回顾研究和一项荟萃分析结果也相近，雌激素受体状态不一致率约12%～30%，孕激素受体表达不一致率高，约20%～40%，其中雌激素受体转阴率低，而孕激素受体转阴率高【5-6】。

　　以上研究提示，乳腺癌发展过程中其激素受体表达会发生改变，其中孕激素受体变化高于雌激素受体，并以阳性转为阴性更常见，并表现为内分泌治疗抵抗或耐药现象。

　　1.2　受体表达对后续治疗的影响

　　一些回顾研究显示，部分受体状态发生变化的患者改变治疗策略可以改善疗效和预后。Sighoko等【6】研究显示，约8%～17.5%的患者因此而改变治疗策略，与Bogina等【7】的研究相似（7.3%）。

　　Jensen等【8】研究证实，雌激素受体、人类表皮生长因子受体2（HER2）和拓扑异构酶2A（TOP2A）表达不一致，并强调对转移病灶活检在复发转移性乳腺癌后续治疗中发挥重要的作用。而且，研究显示原发灶雌激素受体阴性而转移灶转为阳性的患者中，也仅一半的患者后续接受内分泌治疗【5】。Curigliano等【9】报道37例雌激素受体/孕激素受体状态改变的患者中，＞50%的患者改变治疗策略，其中17例雌激素受体/孕激素受体变为阴性的患者在活检后停止内分泌治疗。deDueas等【10】报道的178例乳腺癌患者中，36例发生分子分型改变，其中11例（31%）改变治疗计划。一般认为，转移灶转阳性，则增加抗肿瘤治疗机会和方法，如果阳性转为阴性，说明肿瘤存在异质性，提示需要及时调整抗肿瘤治疗手段。但是，是否需要更换治疗方案，还需结合患者的具体情况决定。

　　前瞻研究中，Simmons等【11】报告约20%（6/29）的患者根据分子标志物变化更改治疗策略，与BRITS报告的17.5%相近【2】。有研究认为，这种治疗策略的改变与既往治疗线数、无复发生存时间及转移灶活检部位等并无明显相关性【3】。Amir等【4】的联合分析发现，与治疗策略未改变组比较，治疗策略改变组原发灶与转移灶之间时间间隔较短，分别为90个月和74个月，但两者比较，差异无统计学意义（P=0.18）。

　　当激素受体状态发生丢失，若继续内分泌治疗，可能因缺乏相应的靶点导致内分泌治疗失败，且患者必须承受治疗带来的不良反应。而当患者受体状态变为阳性时，则提示患者有使用内分泌治疗的机会【12】。美国临床肿瘤学会（ASCO）专家组认为，当受体状态发生变化时，首先应该根据转移性癌灶的雌激素受体、孕激素受体和HER2状态来决定治疗【13】。

　　1.3　既往治疗对激素受体表达的影响影响转移灶肿瘤组织激素受体表达的因素众多，其中肿瘤治疗是一个非常主要的因素。既往治疗可以使肿瘤组织中的亚克隆之间的比例发生改变，一些治疗敏感的肿瘤细胞被杀死或抑制，而耐受或耐药的细胞则逐渐增殖，成为优势克隆，肿瘤增大，最终导使治疗失败。乳腺癌由于存在不同的分子亚型，肿瘤在任何阶段都容易产生异质性。

　　Lindstrom等【5】研究发现，既往接受过内分泌治疗的患者，有31%的患者发生转移灶雌激素受体丢失，而未接受内分泌治疗患者发生雌激素受体丢失仅为16.2%；另外，发现既往未接受过内分泌治疗者，转移灶雌激素受体阴转阳的概率提高3倍。且既往同时接受辅助化疗和内分泌治疗者，雌激素受体受体丢失介于单独内分泌治疗和未接受任何治疗之间，三者比较，差异具有统计学意义（P＜0.01）。但BRITS研究【2】和Bogina等【7】报道的雌激素受体变化与既往治疗无关，而孕激素受体丢失与既往化疗和内分泌治疗有关（P＜0.01）。Jensen等【8】发现，57%既往接受过内分泌治疗且雌激素受体丢失的患者，往往是属于辅助内分泌治疗6个月内复发者（P＜0.01）。

　　上述研究提示，既往治疗可使转移灶激素受体发生变化，但激素受体变化并非是治疗后必然发生。

　　2　激素受体变化对生存的影响

　　激素受体是乳腺癌重要的预后因子，也是选择内分泌治疗时重要的疗效预测因子。一般认为，原发灶肿瘤组织激素受体阳性提示预后良好，激素受体阴性则预后不良。但是，转移灶的激素受体发生变化是否使患者预后也随之改变则尚无定论。

　　有研究提示，雌激素受体状态由阳性转变为阴性时，患者的死亡风险升高【5】。Bogina等【7】研究显示，在局部复发灶与原发灶雌激素受体均阳性的患者中，如果局部复发灶孕激素受体由阳性转为阴性，则患者后期中位无转移生存缩短（对数秩生存分析，P=0.01）。Dieci等【14】研究也显示，与激素受体持续阳性患者比较，激素受体丢失患者其复发后生存更短（P=0.01），总生存时间也缩短（P＜0.01），其中，分子分型变为三阴性样患者的复发后生存与总生存最差。Hoefnagel等【15】研究显示，激素受体阳性标准无论是＞10%还是＞1%，激素受体持续阳性组的中位总生存均优于其他患者，但是，激素受体状态由阴性变为阳性组或者阳性变为阴性组，其与受体表达持续阴性组的中位总生存比较，差异均无统计学意义（所有P＞0.05）。Liedtke等【16】对乳腺癌原发灶与转移灶雌激素受体、孕激素受体及HER2联合进行分析，发现3个受体状态均未发生变化的患者，其复发后生存优于发生变化组（P＜0.01），分别为43.0个月（95%置信区间：31.2～52个月）和15.6个月（95%置信区间：11.6～30.5个月）。此外，原发灶与转移灶始终为三阴性的患者及以远处转移为首发转移的受体不一致患者提示复发后生存更短。

　　在DESTINY研究中，原发灶与转移灶受体状态一致与不一致组的中位治疗失败时间比较，差异无统计学意义（P＞0.05）；但是亚组分析发现，原发灶雌激素受体/孕激素受体均阳性，转移灶孕激素受体一旦丢失，则其内分泌治疗治疗失败时间更短，12个月的治疗失败率分别为53%和73%【3】。研究者认为，由于部分受体状态变化患者相应调整治疗策略，因此，该研究的总生存未显示出差异。但是，这种改变治疗策略是否真的使患者得到生存获益，还需循证医学及大规模前瞻研究证实。

　　3　激素受体表达变化可能原因

　　临床上转移灶激素受体发生变化的原因十分复杂，多数学者认为主要是外在因素和内在因素2种，外在因素主要指取材和检测等方面的影响，包括活检技术、活检方法及诊断阈值标准差异等，即肿瘤细胞激素受体状态并未发生变化，只是因为取材或检测技术产生的误差导致检测结果的不一致；内在因素主要指生物学方面的因素，包括肿瘤异质性和肿瘤细胞生物进化或变异。认为肿瘤细胞在经过治疗或者自身演进过程中发生生物学变化，导致激素受体表达的改变，造成乳腺肿瘤的异质性。

　　3.1　取材和检测的差异

　　在检测过程中，乳腺癌生物标志的表达受多种因素影响【17-21】，包括不同的采样方法、活检取样的代表性不足、组织固定技术、染色技术、不同的检测方法、抗原修复技术和病理科医师的主观评分等。

　　严格来说，受体检测额标本必须快速送至超低温条件下保存，以防受体蛋白降解而产生假阴性或偏低结果。如果肿瘤直径＜0.5cm，也容易出现配对错误和检测时材料不够。此外，采用20世纪70年代的检测方法，在不同实验室，雌激素受体阳性和阴性界值可能不同，一般为3～20fmol/mg。进入20世纪90年代后，免疫组织化学方法因操作简便、重复性好和成本低廉等优势，逐渐取代早期的配体结合实验方法，成为临床上广泛应用的雌激素受体/孕激素受体检测技术，并延用至今。与配体结合法比较，免疫组织化学法可在甲醛固定、石蜡包埋标本的薄层切片或冻存活组织中进行，亦可在细针穿刺物、活体组织、小肿瘤及来自胸腔积液等的体液细胞沉积物中进行，而且免疫组织化学法能检测出肿瘤组织或细胞中存在的全部受体蛋白，不受高内源性或外源性类固醇或三苯氧胺治疗影响，可对恶性细胞受体蛋白直接定量。

　　但是，由于组织固定方法、处理程序、使用的抗体类型和抗原处理不同，测定结果会有变异。而不同实验室区分阳、阴性界值不同，常导致检测结果不一致。

　　3.2　生物学机制

　　肿瘤异质性是指同一种恶性肿瘤在不同患者个体间或者同一患者体内不同部位肿瘤细胞间从基因型到表型上存在的差异。可能可以解释乳腺癌转移灶与原发灶激素受体存在不一致的现象。

　　Gerlinger等【22】采用外显子测序、染色体畸变分析和染色体整倍体分型等技术检测4例肾癌患者治疗前、后的原发灶和转移灶多位点样本，发现同一患者不同部位的肿瘤组织在基因组序列、表达谱和染色体核型等方面比较，差异均具有统计学意义（所有P＜0.05）。利用外显子测序技术发现101个非同义突变和32个缺失突变，其中部分突变存在于所有肿瘤位点，相当部分的突变是不同部位肿瘤所特有。研究提示肿瘤演进过程中存在肿瘤异质性。肿瘤异质性可分为瘤间异质性和瘤内异质性。影响瘤间异质性和瘤内异质性的因素主要有肿瘤细胞遗传学与表观遗传学改变、肿瘤细胞或肿瘤干细胞的起源以及肿瘤微环境的选择作用等【23】。目前主要有2种学说解释肿瘤异质性的机制，即克隆进化学说及干细胞学说【24-25】。

　　1997年Bonnet等【26】发现，正常造血干细胞群的特异性表型标志CD34阳性/CD38阴性可用以识别急性粒细胞白血病细胞的干性亚群，该细胞亚群移植后，可在免疫缺陷小鼠形成亲代异质性表型的急性粒细胞白血病病变，率先提出肿瘤干细胞的概念。2003年Al-Hajj等【27】从乳腺癌转移性胸腔积液中分离出Lin阴性/CD44阳性/CD24阴性癌细胞，该细胞亚群在免疫缺陷小鼠体内具有成瘤能力，具有干性表型。CD44阳性细胞具有明显的干细胞特性，而CD24阳性细胞可能是CD44阳性细胞的后代。肿瘤干细胞是肿瘤组织中具有自我更新并可分化为异质性肿瘤细胞能力的细胞，循环肿瘤细胞中也有上皮间充质转化和肿瘤干细胞标志物的表达【28】。

　　4　临床实践的对策

　　乳腺癌演进中，激素受体表达可能发生变化，可能是检测技术导致的误差，也可能是肿瘤异质性所致，机制尚不明确，有待进一步研究证实。

　　鉴于原发灶与转移灶可能存在生物学标志不一致性，ASCO专家组建议对转移灶重新活检，以确诊并重新评估雌激素受体、孕激素受体和HER2状态【13】。

　　目前临床上主要推荐以组织活检为主。近年来，液体活检技术被重点关注【29-32】，包括循环肿瘤脱氧核糖核酸、肿瘤核糖核酸（主要是小分子核糖核酸）和循环肿瘤细胞检测技术等。由于其能够反复、低创地研究肿瘤的动态演变，备受青睐，但是高质量监控和统一检测阈值标准以尽可能减少因检测技术导致的误差是亟需解决的难题。

　　依据我国最近颁布的《中国晚期乳腺癌诊治专家共识》【33】，激素受体发生变化是乳腺癌治疗失败的一个重要原因，特别是患者一旦转化成三阴性乳腺癌，预示其结局不良【34】，如何制定其治疗策略是难题。精准治疗模式下，建议对乳腺癌进行全面精准诊断和分类，根据肿瘤异质性个体化治疗。

参考文献

1. McAnena PF, McGuire A, Ramli A, et al. Breast cancer subtype discordance: impact on post-recurrence survival and potential treatment options. BMC Cancer. 2018;18(1):282.

2. Thompson AM, Jordan LB, Quinlan P, et al. Prospective comparison of switches in biomarker status between primary and recurrent breast cancer: the Breast Recurrence In Tissues Study (BRITS). Breast Cancer Res. 2010;12(6):R92.

3. Amir E, Miller N, Geddie W, et al. Prospective study evaluating the impact of tissue confirmation of metastatic disease in patients with breast cancer. J Clin Oncol. 2012;30(6):587-592.

4. Amir E, Clemons M, Purdie CA, et al. Tissue confirmation of disease recurrence in breast cancer patients: pooled analysis of multi-centre, multi-disciplinary prospective studies. Cancer Treat Rev. 2012;38(6):708-714.

5. Lindstrom LS, Karlsson E, Wilking UM, et al. Clinically used breast cancer markers such as estrogen receptor, progesterone receptor, and human epidermal growth factor receptor 2 are unstable throughout tumor progression. J Clin Oncol. 2012;30(21):2601-2608.

6. Sighoko D, Liu J, Hou N, et al. Discordance in hormone receptor status among primary, metastatic, and second primary breast cancers: biological difference or misclassification? Oncologist. 2014;19(6):592-601.

7. BoginaG, BortesiL, MarconiM, et al. Comparison of hormonal receptor and HER-2 status between breast primary tumours and relapsing tumours: clinical implications of progesterone receptor loss. Virchows Arch. 2011;459(1):1-10.

8. Jensen JD, Knoop A, Ewertz M, et al. ER, HER2, and TOP2A expression in primary tumor, synchronous axillary nodes, and asynchronous metastases in breast cancer. Breast Cancer Res Treat. 2012;132(2):511-521.

9. Curigliano G, Bagnardi V, Viale G, et al. Should liver metastases of breast cancer be biopsied to improve treatment choice? Ann Oncol. 2011;22(10):2227-2233.

10. de Duenas EM, Hernández AL, Zotano AG, et al. Prospective evaluation of the conversion rate in the receptor status between primary breast cancer and metastasis: results from the GEICAM 2009-03 ConvertHER study. Breast Cancer Res Treat. 2014;143(3):507-515.

11. Simmons C, Miller N, Geddie W, et al. Does confirmatory tumor biopsy alter the management of breast cancer patients with distant metastases? Ann Oncol. 2009;20(9):1499-1504.

12. Nakayama Y, Nakagomi H, Omori M, et al. Benefits of using the cell block method to determine the discordance of the HR/HER2 expression in patients with metastatic breast cancer. Breast Cancer. 2016;23(4):633-639.

13. Van Poznak C, Somerfield MR, Bast RC, et al. Use of Biomarkers to Guide Decisions on Systemic Therapy for Women With Metastatic Breast Cancer: American Society of Clinical Oncology Clinical Practice Guideline. J Clin Oncol. 2015;33(24):2695-2704.

14. Dieci MV, Barbieri E, Piacentini F, et al. Discordance in receptor status between primary and recurrent breast cancer has a prognostic impact: a single-institution analysis. Ann Oncol. 2013;24(1):101-108.

15. Hoefnagel LD, Moelans CB, Meijer SL, et al. Prognostic value of estrogen receptor α and progesterone receptor conversion in distant breast cancer metastases. Cancer. 2012;118(20):4929-4935.

16. Liedtke C, Broglio K, Moulder S, et al. Prognostic impact of discordance between triple-receptor measurements in primary and recurrent breast cancer. Ann Oncol. 2009;20(12):1953-1958.

17. Yeung C, Hilton J, Clemons M, et al. Estrogen, progesterone, and HER2/neu receptor discordance between primary and metastatic breast tumours-a review. Cancer Metastasis Rev. 2016;35(3):427-437.

18. Rhodes A, Jasani B, Barnes DM, et al. Reliability of immunohistochemical demonstration of oestrogen receptors in routine practice: interlaboratory variance in the sensitivity of detection and evaluation of scoring systems. J Clin Pathol. 2000;53(2):125-130.

19. Rüdiger T, Hofler H, Kreipe HH, et al. Quality assurance in immunohistochemistry: results of an interlaboratory trial involving 172 pathologists. Am J Surg Pathol. 2002;26(7):873-882.

20. Khoury T, Sait S, Hwang H, et al. Delay to formalin fixation effect on breast biomarkers. Mod Pathol. 2009;22(11):1457-1467.

21. Engel KB, Moore HM. Effects of preanalytical variables on the detection of proteins by immunohistochemistry in formalin-fixed, paraffin-embedded tissue. Arch Pathol Lab Med. 2011;135(5):537-543.

22. Gerlinger M, Rowan AJ, Horswell S, et al. Intratumor heterogeneity and branched evolution revealed by multiregion sequencing. N Engl J Med. 2012;366(10):883-892.

23. Papatsenko D, Lemischka IR. Emerging Modeling Concepts and Solutions in Stem Cell Research. Curr Top DevBiol. 2016;116:709-721.

24. Abbasi-Malati Z, Roushandeh AM, Kuwahara Y, et al. Mesenchymal Stem Cells on Horizon: A New Arsenal of Therapeutic Agents. Stem Cell Rev. 2018;14(4):484-499.

25. Nowell PC. The clonal evolution of tumor cell populations. Science. 1976;194(4260):23-28.

26. Bonnet D, Dick JE. Human acute myeloid leukemia is organized as a hierarchy that originates from a primitive hematopoietic cell. Nat Med. 1997;3(7):730-737.

27. Al-Hajj M, Wicha MS, Benito-Hernandez A, et al. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2003;100(7):3983-3988.

28. Werner S, Stenzl A, Pantel K, et al. Expression of epithelial mesenchymal transition and cancer stem cell markers in circulating tumor cells. Adv Exp Med Biol. 2017;994:205-228.

29. Siravegna G, Marsoni S, Siena S, et al. Integrating liquid biopsies into the management of cancer. Nat Rev Clin Oncol. 2017;14(9):531-548.

30. Berghuis AM, Koffijberg H, Prakash J, et al. Detecting blood-based biomarkers in metastatic breast cancer: a systematic review of their current status and clinical utility. Int J Mol Sci. 2017;18(2):E363.

31. Selli C, Dixon JM, Sims AH. Accurate prediction of response to endocrine therapy in breast cancer patients: current and future biomarkers. Breast Cancer Res. 2016;18(1):118.

32. Openshaw MR, Page K, Fernandez-Garcia D, et al. The role of ctDNA detection and the potential of the liquid biopsy for breast cancer monitoring. Expert Rev Mol Diagn. 2016;16(7):751-755.

33. 中国抗癌协会乳腺癌专业委员会. 中国晚期乳腺癌临床诊疗专家共识. 中华医学杂志. 2016;96(14):1719-1727.

34. 余韬, 李岩. 三阴性乳腺癌生存分析及预后影响因素. 实用肿瘤杂志. 2017;32(1):61-65.